1、u 一、动物实验与实验动物一、动物实验与实验动物u 二、动物实验前准备二、动物实验前准备u 三、实验动物的抓取固定与编号标记方法三、实验动物的抓取固定与编号标记方法u 四、实验动物的随机分组方法四、实验动物的随机分组方法u 五、实验动物被毛的去除方法五、实验动物被毛的去除方法u 六、实验动物给药途径和方法六、实验动物给药途径和方法u 七、实验动物用药量的确定及计算方法七、实验动物用药量的确定及计算方法u 八、实验动物的麻醉八、实验动物的麻醉u 九、实验动物采血方法九、实验动物采血方法 u 十、急性动物实验中常用的手术方法十、急性动物实验中常用的手术方法u 十一、实验动物的急救措施十一、实验动物
2、的急救措施u 十二、实验动物的处死方法十二、实验动物的处死方法在医学教学、科研和医疗工作中，不论是从事基础医学还是临床医学或预防医学，都需要用实验动物来进行各种实验。通过对动物实验的观察、分析，来研究需要解决的问题，动物实验已成为研究工作中必不可少的重要手段。动物实验方法是多种多样的，在医学的各个领域内都有其不同的应用，其中一些基本方法都是共同性的，如动物的选择、抓取、固定、麻醉、脱毛、给药、采血、采尿、急救、处死、尸检等。细胞实验组织实验器官实验1.动物实验(按机体水平不同分）无损伤整体实验有损伤整体实验亚细胞实验离体实验 整体实验 2.动物实验(按实验时 间长短分)急性实验（2天以内）亚急
3、性实验（14周）慢性实验（26个月或更长时间 生理学的动物实验方法病理生理学的动物实验方法药理学的动物实验方法病理解剖、组织学动物实验方法微生物、免疫学的动物实验方法3.动物实验(按不同学科分)(一)按基因遗传学分类 近交系(inbred strain)封闭群(closed colony)突变系(mutant strain)杂交群(hybrid stock)(二)按携带微生物分类普通动物(CV)-一级动物清洁动物(CL)-二级动物 SPF级动物(SPF)-三级动物 无菌动物(GF)-四级动物（二）皮内注射：可见皮肤表面鼓起一小皮丘。二、实验动物的抓取方法 工作人员需更换灭菌工作服、鞋帽、口罩等
4、后工作；作为呼吸兴奋药，它比其他药作用迅速而显著。十、急性动物实验中常用的手术方法动物饲养室及饲养器具准备非啮齿类动物：狗、家兔、猪。3720mg/kg=7.硫化钠8g，溶于100ml水中。十、急性动物实验中常用的手术方法四、实验动物的随机分组方法A组动物或成人慢性实验（26个月或更长时间皮毛：有无光泽、出血、干燥；使用以上各种脱毛剂，都应事先剪短被毛，以节省脱毛剂，并减少对皮肤的刺激反应，应用时用棉球蘸脱毛剂，在所需局部涂一薄层，2-3分钟后，用温水洗去脱落的被毛，以纱布擦干局部，涂一层油脂即可。相似性原则是指利用动物与人类生命现象（如机能、代谢、结构及疾病特点等)的相似性来选择实验动物。例
5、如：烧伤研究模型动物-小型猪 因为小型猪的皮肤组织结构与人类相似，其上皮再生、皮下脂肪层、烧伤后的内分泌及代谢等也类似人体。自发性高血压模型动物-SHR大鼠 特殊性原则是指利用不同种系实验动物机体存在的特特殊结构或某些特殊反应殊结构或某些特殊反应选择解剖、生理特点符合实验目的和要求的动物。例如：热源试验-家兔 呕吐试验-家犬、猴和猫 过敏性试验-豚鼠 耳毒性试验-豚鼠 观察切除甲状旁腺后的生理现象-犬 标准化实验动物主要是指遗传背景明确，具有已知菌丛和模型性状显著且生物学特征稳定的动物。例如：许多突变品系动物具有与人类相似的疾病或缺损。经济性原则是指尽量选用容易获得、价格便宜和容易饲养的动物。
6、常用动物种属：啮齿类动物：小鼠、大鼠、地鼠、豚鼠 特点：特点：繁殖周期短，具多胎性，饲养容易，遗传和微生物控制方便，经济。非啮齿类动物：狗、家兔、猪。非人灵长类动物：猴、猩猩等健康实验动物基本标志1动物的购入动物的购入购入或领取实验动物时，实验人员应向供应部门索取所用动物相应等级的由国家主管部门所颁发的质量合格证书，动物的遗传背景资料、动物微生物检查资料及动物年龄和健康等方面的资料。若是购入或领取清洁级以上实验动物，应采用带有空气过滤膜的无菌运输罐或带过滤帽的笼盒运输，并严格检查其密封状况。2.动物外观健康检查主要内容：动物外观健康检查主要内容：皮毛：有无光泽、出血、干燥；眼：有无眼屎、流泪、
7、白内障、角膜损伤等；耳：有无外伤、耳壳曲折、中耳炎等；四肢：有无弯曲、脱臼、外伤、关节炎；肛门：有无下痢、血便、脱肛等。3.动物饲养室及饲养器具准备动物饲养室及饲养器具准备 饲养室面积面积应根据所购入动物的数量来确定。饲养动物的器器具具等，应在动物购入前准备好。垫料、饲料应按购入动物数量准备。各笼箱的编号及卡片卡片、饲喂动物所用器材，如给饵器、粪便托盘、搬运车、台秤、饲料桶、电源插板等也应准备放好。动物饲养室的环境应根据所计划使用动物的微生物控制级别来进行准备，属于屏障系统的应调整好送排风系统、空气净化系统，控制好温度、湿度、风速、噪声等环境因素。动物饲养室在启用前，应对设施、笼具及用具等统一
8、进行彻底消毒。正确的抓取固定动物，是为了不损害动物健康，不影响观察指标，并防止被动物咬伤，保证实验顺利进行。抓取固定动物的方法依实验内容和动物类而定。（一）小鼠抓取固定方法（二）大鼠的抓取固定方法（三）蛙类的抓取固定方法（四）豚鼠的抓取固定方法（五）兔的抓取固定方法（六）狗的抓取固定方法大、小鼠抓取方法步骤：大、小鼠抓取方法步骤：1.带上帆布手套，用右手拇指和食指捏住鼠尾巴中部将鼠提起，放在饲养盒盖上。2.用左手拇指和食指迅速、准确地捏住鼠的两耳后、颈背部的皮肤，将鼠提起。3.对大鼠而言，当大鼠向前爬行时，用左手食指和中指夹住大鼠颈部，同时拇指和无名指滑向其左右腋下，分开前肢，拿起动物反转为仰
9、卧位，即可进行实验操作。豚鼠的抓取豚鼠的抓取家兔的抓取方法家兔的抓取方法家兔抓取步骤：家兔抓取步骤：1.用右手把兔的两耳拿在手心并抓住颈后部皮肤，把兔提起。2.然后用左手托住兔的臀部。比格狗照射固定架驯服动物的固定 动物在实验前常常需要作适当的分组分组，那么就要将其标记，使各组加以区别。标记的方法很多，良好的标记方法应满足标号清晰、耐久、简便、适用的要求。常用的标记法有染色、耳缘剪孔、烙印、号牌等方法。（一）颜料涂染 这种标记方法在实验室最常使用最常使用，也很方便。使用的颜料一般有：3-5%苦味酸溶液（黄色）2%硝酸银溶液（咖啡色）0.5%中性品红（红色）煤焦油的酒精溶液(黑色)标记时用毛笔或
10、棉签蘸取上述溶液，在动物体的不同部位涂上斑点，以示不同号码。编号原则：编号原则：先左后右，从上而下。先左后右，从上而下。颜色被毛涂擦标记法颜色被毛涂擦标记法 （二）烙印法 用刺数钳在动物耳上刺上号码，然后用棉签蘸着溶在酒精中的黑墨在刺号上加以涂抹，烙印前最好对烙印部位预先用酒精消毒。（三）号牌法 用金属制的牌号固定于实验动物的耳上，大动物可系于颈上。对猴、狗、猫等大动物有时可不做特别标记，只记录它们的外表和毛色即可。动物实验时，常常需要将选择好的实验动物，按研究需要分成若干个组，分组分组时为了避免人为的因素影响，常应用随机数字表进行完全随机化完全随机化的分组。1.将实验单位随机分成两组将实验单
11、位随机分成两组 设有小鼠14只，试用随机数字表将其分成两组。先将小鼠依次编为1、2、314号，然后任意从随机数字表的某一行某一列的数字开始抄录14个数，编排如下（见下表），现令单数代表A组，双数代表B组。动动物物编编号号 1234567891011121314随随机机数数目目 5790120207234737173154080188归归组组 ABBBAAAAAABBAB随机数字表：随机数字表：eg.从第15行第6列开始选取14个数，如遇重复数字则剔除第2个继续往后选取。结果列入A组的动物有8只，列入B组的动物有6只。如要使两组相等，须将A组减少一只，划入B组。应把哪一只小鼠划入B组，仍可用随机
12、数字表，在上述抄录的14个数后面再抄录一个数字为63，此数以8除之，因为归入A组的小鼠有8只，故以8除，得余数7。于是把第7个A（即编写为第10号的小鼠）划给B组。A组15678913B组23410111214经过这样调整，两组小鼠的分配如下：动物的被毛常能影响实验操作和结果的观察，因此实验中常需去除或剪短动物的被毛。除毛的方法有剪毛、拔毛和脱毛三种。1.剪毛：剪毛：固定动物后，用粗剪刀剪去所需部位的被毛。需注意以下几点：需注意以下几点：把剪刀贴紧皮肤剪，不可用手提起被毛，以免剪破皮肤；依次剪毛，不要乱剪；剪下的毛集中放在一个盛水的容器内，勿遗留在手术区和兔台周围，以保证手术野的清洁和防止注射
13、器等夹毛。2.拔毛：拔毛：兔耳缘静脉注射或取血时以及给大、小白鼠作尾静脉注射时，需用拇指、食指将局部被毛拔去，以利操作。3.脱毛：脱毛：脱毛系指用化学药品脱去动物的被毛，适用于无菌手术野的准备以及观察动物局部皮肤血液循环和病理变化。常用脱毛剂的配方：常用脱毛剂的配方：1.适用于家兔、大白鼠、小白鼠等小动物的脱毛配方 硫化钠3g、肥皂粉1g，淀粉7g，加水适量调成糊状。硫化钠8g、淀粉7g、糖4g、甘油5g、硼砂1g，加水75ml。硫化钠8g，溶于100ml水中。2.适用于狗等大动物的脱毛配方 硫化钠10g、生石灰15g，溶于100ml水内，此配方适用于狗等大动物的脱毛。使用以上各种脱毛剂，都应
14、事先剪短被毛，以节省脱毛剂，并减少对皮肤的刺激反应，应用时用棉球蘸脱毛剂，在所需局部涂一薄层，2-3分钟后，用温水洗去脱落的被毛，以纱布擦干局部，涂一层油脂即可。给药的途径和方法是多种多样的，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型等情况确定。十一、实验动物的急救措施性别（根据受试物用途）4.七、实验动物用药量的确定及计算方法慢性实验（26个月或更长时间病理生理学的动物实验方法实验动物选择 (一)动物种属的选择 选择原则：1.15-30分钟，麻醉力强，宜缓慢注射。如实验前动物曾用肝素抗凝，由于微循环血管中始终保持通畅，不出现血管中血液凝固现象，因此就是动物出现临床死亡后数分钟，采用此种急救措施仍
15、易救活。例：某利尿药大白鼠灌胃给药时的剂量为250mg/kg，试粗略估计狗灌胃给药时可以试用的剂量。杂交F1代动物遗传和表现均一性好；九、实验动物采血方法最大安全采血量(ml)六、实验动物给药途径和方法八、实验动物的麻醉呼吸可迅速加深加快，血压亦同时升高。（一）皮下注射（一）皮下注射（二）皮内注射：可见皮肤表面鼓起一小皮丘。（二）皮内注射：可见皮肤表面鼓起一小皮丘。（三）肌肉注射（三）肌肉注射（四）腹腔注射（四）腹腔注射（五）静脉注射（五）静脉注射（六）淋巴囊注射（六）淋巴囊注射（七）经口给药（七）经口给药（八）其它途径给药（八）其它途径给药 1呼吸道给药 2皮肤给药3脊髓腔内给药 4小脑延髓
16、池给药5脑内给药 6直肠内给药7关节腔内给药注射途径注射途径 小鼠小鼠 大鼠大鼠 豚鼠豚鼠 兔兔 狗狗 腹腔腹腔 0.2-1.01-32-55-105-15肌肉肌肉 0.1-0.20.2-0.50.2-0.50.5-1.02-5静脉静脉 0.2-0.51-21-53-105-15皮下皮下 0.1-0.50.5-1.00.5-21-33-10几种动物不同给药途径的常用注射量（几种动物不同给药途径的常用注射量（ml）动物名称动物名称 项目项目 灌胃灌胃 皮下注射皮下注射 肌肉注射肌肉注射 腹腔注射腹腔注射 静脉注射静脉注射 小白鼠小白鼠 最大给药量最大给药量 使用针头使用针头 1ml 9(钝头钝头
17、)0.4ml 5(1/2)0.4ml 5(1/2)1ml 5(1/2)0.8ml 4 大白鼠大白鼠 最大给药量最大给药量 使用针头使用针头1ml 静脉切开针静脉切开针 1ml 6 0.4ml 6 2ml 6 4ml 5 豚鼠豚鼠 最大给药量最大给药量 使用针头使用针头3ml 静脉切开针静脉切开针 1ml 6(1/2)0.5ml 6(1/2)4ml 75ml 5兔兔 最大给药量最大给药量 使用针头使用针头20ml 10号导尿管号导尿管2ml 6(1/2)2ml 6(1/2)5ml 710ml 6猫猫 最大给药量最大给药量 使用针头使用针头20ml 10号导尿管号导尿管20ml 7 2ml 7 5
18、ml 7 10ml 6 蛙蛙 淋巴囊注射最大注射量淋巴囊注射最大注射量1ml/只只 常用实验动物的最大给药量和使用针头规格常用实验动物的最大给药量和使用针头规格（一）动物给药量的确定（一）动物给药量的确定 在观察一个药物的作用时，应该给动物多大的剂量是实验开始时应确定的一个重要问题。剂量太小，作用不明显，剂量太大，又可能引起动物中毒致死，可以按下述方法确定动物的给药剂量：1先用小鼠粗略地探索中毒剂量（如LD50）或致死剂量，然后用小于中毒量的剂量，或取致死量的若干分之一为应用剂量，一般可取1/10-1/5。2植物药粗制剂的剂量多按生药折算。3化学药品可参考化学结构相似的已知药物，特别是化学结构
19、和作用都相似的药物的剂量。4确定剂量后，如第一次实验的作用不明显，动物也没有中毒的表现（体重下降、精神不振、活动减少或其他症状），可以加大剂量再次实验。如出现中毒现象，作用也明显，则应降低剂量再次实验。在一般情况下，在适宜的剂量范围内，药物的作用常随剂量的加大而增强。所以有条件时，最好同时用几个剂量作实验同时用几个剂量作实验，以便迅速获得关于药物作用的较完整的资料。如实验结果出现剂量与作用强度之间毫无规律时，则更应慎重分析。5用大动物进行实验时，开始的剂量可采用给鼠类剂量的1/151/2，以后可根据动物的反应调整剂量。6确定动物给药剂量时，要考虑给药动物的年龄大小和体质强弱。一般说确定的给药剂
20、量是指成年动物成年动物的，如是幼小动物，剂量应减少。如以狗为例：6个月以上的狗给药量为1份时，3-6个月的给1/2份，45-89日1/4份，20-44日的给1/8份，10-19日的给1/16份。7确定动物给药剂量时，要考虑因给药途径不同，所用剂量也不同，以口服量为100时，灌肠量应为100-200，皮下注射量30-50，肌肉注射量为25-30，静脉注射量为25。药物吸收速率与给药途径密切相关，一般而言，吸收速率的大小为：静脉注射呼吸吸入肌肉注射皮下注射口服直肠皮肤。（二）实验动物用药量的计算方法（二）实验动物用药量的计算方法 动物实验所用的药物剂量，一般按mg/kg体重或g/kg体重计算，应用
21、时须从已知药液的浓度换算出相当于每kg体重应注射的药液量（ml），以便给药。例例1：计算给体重1.8kg的家兔静脉注射20%氨基甲酸乙酯溶液麻醉，按1g/kg的剂量注射，应注射多少ml？解：兔剂量1g/kg，注射液为20，则氨基甲酸乙酯溶液的注射量应为5ml/kg，现在兔体重为1.8kg，应注射20%氨基甲酸乙酯溶液用量=51.8=9ml。例例2：计算给体重23g的小白鼠，注射盐酸吗啡15mg/kg，溶液浓度为0.1%，应注射多少ml？解：解：小白鼠需吗啡量为15mg/kg，则0.1%盐酸吗啡溶液的注射量应为15ml/kg，现小白鼠体重为23g，应注射0.1%盐酸吗啡溶液的用量=150.023
22、=0.345ml。（三）人与动物及各类动物间药物剂量的换算方法（三）人与动物及各类动物间药物剂量的换算方法1人与动物用药量换算 人与动物对同一药物的耐受性相差很大。一般说来，动物的耐受性要比人大，也就是单位体重的用药量动物比人大。人的各种药物的用量在很多书上可以查得，但动物用药量可查的书较少，而且动物用的药物种类远不如人用的那么多。因此，必须将人的用药量换算成动物的用药量。一般可按下列比例换算：人用药量为1，小白鼠、大白鼠为25-50，兔、豚鼠为15-20，狗、猫为5-10。此外，可以采用人与动物的体表面积计算法来换算。2人及不同种类动物之间药物剂量的换算（1）直接计算法 即按：例：例：某利尿
23、药大白鼠灌胃给药时的剂量为250mg/kg，试粗略估计狗灌胃给药时可以试用的剂量。解：解：实验用大白鼠的体重一般在200g左右，其体表面积（A）为：250mg/kg的剂量如改以mg/m2表示，即为：实验用狗的体重一般在10kg左右，其体表面积（A）为：(2)按人与各种动物以及各种动物之间用药剂量换算按人与各种动物以及各种动物之间用药剂量换算 已知A种动物每kg体重用药量，欲估算B种动物每kg体重用药剂量时，可先查表找出折算系数(W)，再按下式计算：B种动物的剂量(mg/kg)=WA种动物的剂量(mg/kg)折算系数折算系数W A组动物或成人组动物或成人 小白鼠小白鼠(20g)大白鼠大白鼠0.2
24、Kg豚鼠豚鼠0.4Kg家兔家兔1.5kg猫猫2.0kg狗狗12kg人人60kgB种种动动物物或或成成人人小白鼠小白鼠20g1.01.61.62.73.24.89.01大白鼠大白鼠0.2Kg0.71.01.141.882.33.66.25豚鼠豚鼠0.4Kg0.610.871.01.652.053.05.55家兔家兔1.5kg0.370.520.61.01.231.762.30猫猫2.0kg0.300.420.480.811.01.442.70狗狗12kg0.210.280.340.560.681.01.88人人60kg0.110.160.180.3040.3710.5311.0动物与人体的每公斤
25、体重剂量折算系数表动物与人体的每公斤体重剂量折算系数表 例如：例如：已知某药对小鼠的最大耐受量为20mg/kg（20g小鼠用0.4mg），需折算为家兔的用药量。解：解：查A种动物为小鼠，B种动物为兔，交叉点为折算系数W=0.37，故家兔用药量为0.3720mg/kg=7.4mg/kg，1.5kg家兔用药量为11.1mg。(一一)常用的麻醉剂常用的麻醉剂 1.挥发性麻醉剂2非挥发性麻醉剂3中药麻醉剂（二）动物的麻醉方法（二）动物的麻醉方法 1全身麻醉2局部麻醉麻麻 醉醉 剂剂 动物动物 给药方法给药方法 剂量剂量(mg/kg)常用常用浓度浓度%维维 持持 时时 间间 戊巴比戊巴比妥钠妥钠 狗、兔
26、狗、兔 静脉静脉 3032-4小时中途加上小时中途加上1/5量，可维持量，可维持1小时以小时以上，麻醉力强，易抑上，麻醉力强，易抑制呼吸。制呼吸。腹腔腹腔 40-503大小鼠、豚大小鼠、豚鼠鼠 腹腔腹腔 40-502硫喷妥钠硫喷妥钠 狗、兔狗、兔 静脉静脉 15-20215-30分钟，麻醉力分钟，麻醉力强，宜缓慢注射。强，宜缓慢注射。大白鼠大白鼠 腹腔腹腔 401小白鼠小白鼠腹腔腹腔 15-201氯氯 醛醛 糖糖 兔兔静脉静脉 80-10023-4小时，诱导期不小时，诱导期不明显明显 大白鼠大白鼠 腹腔腹腔 502乌乌 拉拉 坦坦 兔兔静脉静脉 750-1000302-4小时，毒性小，小时，毒
27、性小，主要适用小动物的麻主要适用小动物的麻醉。醉。大小鼠大小鼠皮下或肌肉皮下或肌肉 800-100020蛙蛙淋巴囊注射淋巴囊注射 0.1ml/100g20-25蟾蜍蟾蜍淋巴囊注射淋巴囊注射 1ml/100g10常用麻醉剂的用法及剂量常用麻醉剂的用法及剂量 采血方法的选择 主要决定于实验目的所需血量以及动物种类。1.需血量较少：如检验项目红、白细胞计数、血红蛋白的测定，血液涂片以及酶活性微量分析法等，可刺破组织取毛细血管的血。2.需血量较多：静脉采血。采血时要注意：采血场应有充足的光线；室温夏季最好保持在25-28，冬季，15-20为宜；采血用具及采血部位一般需要进行消毒；采血用的注射器和试管必
28、须保持清洁干燥；若需抗凝全血，在注射器或试管内需预先加入抗凝剂。动物品种动物品种 最大安全采血量最大安全采血量(ml)最小致死采血量最小致死采血量(ml)小鼠小鼠0.20.3大鼠大鼠12豚鼠豚鼠510兔兔1040狼狗狼狗100500猎狗猎狗50200猴猴1560常用实验动物的最大安全采血量与最小的致死采血量常用实验动物的最大安全采血量与最小的致死采血量(一)小鼠、大鼠采血法1.割(剪)尾采血 2.鼠尾刺血法3.眼眶静脉丛采血 4.断头取血5.心脏采血 6.颈动、静脉采血7.腹主动脉采血 8.股动（静）脉采血（二）豚鼠采血法1.耳缘剪口采血2.心脏采血3.股动脉采血4.背中足静脉取血（三）兔采血
29、法1.耳静脉采血2.耳中央动脉采血3.心脏取血4.后肢胫部皮下静脉取血 急性动物实验中常以血压、呼吸等为指标，以静脉注射、放血等为实验方法。需要暴露气管、颈总动脉，颈外静脉，股动脉，股静脉，并做相应的插管，以及分离迷走神经，减压神经及股神经等。因此手术主要在颈部及股部进行。（一）兔、狗颈部手术1.动物麻醉2.动物固定3.气管及颈部血管神经分离术 气管暴露术 颈总动脉分离术 颈部迷走、交感、减压神经分离术 颈外静脉暴露术4.气管及颈部血管插管术 气管插管术 颈总动脉插管术 颈外静脉插管术（二）兔、狗股部手术1.股动脉插管术2.股静脉插管术 当实验进行中因麻醉过量、大失血、过强的创伤、窒息等各种原
30、因，而使动物血压急剧下降甚至测不到。呼吸极慢而不规则甚至呼吸停止、角膜反射消失等临床死亡症状时，应立即进行急救。急救的方法可根据动物情况而定。对狗、兔、猫常用的急救措施有下面几种。（一）针刺针刺人中穴对挽救家兔效果较好。对狗用每分钟几百次频率的脉冲电刺激膈神经效果较好。（二）注射强心剂可以静脉注射0.1%肾上腺素1ml，必要时直接作心脏内注射。肾上腺素具有增强心肌收缩力，使心肌收缩幅度增大与加速房室传导速度、扩张冠状动脉、增强心肌供血、供氧及改善心肌代谢、刺激高位及低位心脏起搏点等作用。（三）注射呼吸中枢兴奋药 可从静脉注射山梗莱碱或尼可刹米。给药剂量和药理作用如下：1.尼可刹米 每条动物一次
31、注25%1ml。此药可直接兴奋延髓呼吸中枢，使呼吸加速加深；对血管运动中枢的兴奋作用较弱。在动物抑制情况下作用更明显。2.山梗莱碱 每条动物一次可注入1%0.5ml。此药可刺激颈动脉体的化学感受器，反射性地兴奋呼吸中枢；同时此药对呼吸中枢还有轻微的直接兴奋作用。作为呼吸兴奋药，它比其他药作用迅速而显著。呼吸可迅速加深加快，血压亦同时升高。（四）动脉快速注射高渗葡萄糖液一般常采用经动物肌动脉逆血流加压、快速、冲击式的注入40%葡萄糖溶液。注射量根据动物而定，如狗可按2-3ml/kg体重计算。这样可刺激动物血管内感受器，反射性地引起血压、呼吸的改善。（五）动脉快速输血、输液在作失血性休克或死亡复活
32、等实验时采用。可在动物股动脉插一软塑料套管，连接加压输液装置（血压计连接输液瓶上口，下口通过胶皮管连接塑料套管）。当动物发生临床死亡时，即可加压（180-200mmHg）快速从股动脉输血和低分子右旋糖酐。如实验前动物曾用肝素抗凝，由于微循环血管中始终保持通畅，不出现血管中血液凝固现象，因此就是动物出现临床死亡后数分钟，采用此种急救措施仍易救活。（六）人工呼吸可采用双手压迫动物胸廓进行人工呼吸。如有电动人工呼吸器，可行气管分离插管后，再连接人工呼吸器进行人工呼吸。一旦见到动物自动呼吸恢复，即可停止人工呼吸。有条件时，当动物呼吸停止，而心搏极弱或刚停止时，可用5%CO2和60%O2的混合气体进行人工呼吸，效果更好。采用人工呼吸器时，应调整其容量：大鼠为50次/分钟，每次8ml/kg(即400ml/kg/分钟)；兔和猫为30次/分钟，每次10ml/kg（即300ml/kg/分钟）；犬为20次/分钟，每次100ml/kg(即2000ml/kg/分钟)。
