1、1第七讲第七讲 动物实验中的基本技术动物实验中的基本技术和方法和方法2 第一节第一节实验动物的抓取与固定实验动物的抓取与固定 抓取与固定抓取与固定是动物实验的一项基本技术，是动物实验的一项基本技术，其目的是使动物保持在安静的状态下，顺利地进行其目的是使动物保持在安静的状态下，顺利地进行各项实验。各项实验。同种动物不同实验目的、实验内容，抓取与固定同种动物不同实验目的、实验内容，抓取与固定方法也可以不同。方法也可以不同。一、小鼠的抓取保定：一、小鼠的抓取保定：器材：小鼠饲养盒器材：小鼠饲养盒+面罩面罩1 1套。套。方法步骤：方法步骤：1 1、用右手拇指和食指捏、用右手拇指和食指捏 住小鼠尾巴中部
2、将小鼠提住小鼠尾巴中部将小鼠提 起，放在饲养合的面罩上。起，放在饲养合的面罩上。2 2、用左手拇指和食指迅速、用左手拇指和食指迅速、准确地捏住小鼠的两耳后及准确地捏住小鼠的两耳后及 颈背部的皮肤，将小鼠提起。颈背部的皮肤，将小鼠提起。3 3、翻转左手掌，以左手掌心和中指夹、翻转左手掌，以左手掌心和中指夹 小鼠背部的皮肤，使小鼠整个呈一条小鼠背部的皮肤，使小鼠整个呈一条 直线。直线。4 4、用左手无名指、用左手无名指 压住小鼠背部的压住小鼠背部的 皮肤，小指压住皮肤，小指压住 小鼠的尾巴根部。小鼠的尾巴根部。5 5、松开捏住小鼠尾、松开捏住小鼠尾 巴的右手拇指和食指。巴的右手拇指和食指。此法适用
3、于肌注、腹腔注射、灌胃等此法适用于肌注、腹腔注射、灌胃等 52、固定板（器）固定、固定板（器）固定 （1）将小鼠麻醉后，用细绳捆住小鼠四肢。）将小鼠麻醉后，用细绳捆住小鼠四肢。（2）准备一个）准备一个15-20cm，边缘钉有，边缘钉有5个钉子个钉子 的方木板。的方木板。（3）将四肢用细绳固定在木版两侧的钉子）将四肢用细绳固定在木版两侧的钉子 上，在上上，在上颚切颚切 齿处用细绳齿处用细绳 固定在木版前方的钉子上。固定在木版前方的钉子上。固定板固定适用于大多数动物手术。固定板固定适用于大多数动物手术。小鼠固定器适用于尾静脉注射。小鼠固定器适用于尾静脉注射。6二、大鼠和地鼠二、大鼠和地鼠（一）抓取
4、（一）抓取 1、周龄较小的大鼠和地鼠，可以像小鼠一周龄较小的大鼠和地鼠，可以像小鼠一样抓住尾部提起。样抓住尾部提起。72、周龄较大的大鼠可张开左手虎口，迅速将拇、食、周龄较大的大鼠可张开左手虎口，迅速将拇、食指插入大鼠的腋下，虎口向前，其余三指及掌心握住指插入大鼠的腋下，虎口向前，其余三指及掌心握住大鼠身体中段，并将其保持仰卧位，然后调整左手拇大鼠身体中段，并将其保持仰卧位，然后调整左手拇指的位置，紧抵在下颌骨上即可进行实验操作指的位置，紧抵在下颌骨上即可进行实验操作。8注意：注意：操作者第一次抓取大鼠时，最好戴防护手套；操作者第一次抓取大鼠时，最好戴防护手套；不能捉提尾尖，也不能长时间将大鼠
5、悬在空中。不能捉提尾尖，也不能长时间将大鼠悬在空中。9（二）固定（二）固定1、徒手固定：、徒手固定：对体重较小的大鼠可用拇指、食指捏对体重较小的大鼠可用拇指、食指捏住大鼠耳部及颈部皮肤，余下三指紧捏住背部皮肤，住大鼠耳部及颈部皮肤，余下三指紧捏住背部皮肤，置于掌心，调整好大鼠在手中的姿势即可进行实验置于掌心，调整好大鼠在手中的姿势即可进行实验操作。操作。如：灌胃、腹腔注射、肌肉注射、皮下注射如：灌胃、腹腔注射、肌肉注射、皮下注射等实验等实验。102、固定板固定：、固定板固定：方法与小鼠固定板固定相同，方法与小鼠固定板固定相同，只是需选择更大一些的固定板。只是需选择更大一些的固定板。3、固定器（
6、盒）固定：固定器（盒）固定：方法与小鼠固定器（盒）方法与小鼠固定器（盒）固定相同，只是固定器较小鼠的大。固定相同，只是固定器较小鼠的大。同样适用同样适用 于大鼠尾静脉注射。于大鼠尾静脉注射。11三、豚鼠三、豚鼠（一）抓取（一）抓取 抓取幼龄豚鼠时，用两手捧起；成熟豚鼠可以抓取幼龄豚鼠时，用两手捧起；成熟豚鼠可以用左手大把抓起。用左手大把抓起。12 注意：注意：豚鼠性情温和，但胆小易惊，易造豚鼠性情温和，但胆小易惊，易造成自伤。抓取时，不能太粗野，更不能抓腰腹部，成自伤。抓取时，不能太粗野，更不能抓腰腹部，在操作过程中，如果豚鼠挣扎，手不要越握越紧，在操作过程中，如果豚鼠挣扎，手不要越握越紧，否
7、则会造成豚鼠呼吸困难，甚至死亡。否则会造成豚鼠呼吸困难，甚至死亡。13（二）固定（二）固定1、徒手固定：、徒手固定：用左手的食指和中指放在豚鼠用左手的食指和中指放在豚鼠颈背部两侧，拇指和无名指放在肋部，分别用手指颈背部两侧，拇指和无名指放在肋部，分别用手指挟住左右前肢抓起，然后反转左手，用右手的拇指挟住左右前肢抓起，然后反转左手，用右手的拇指和无名指挟住右后肢，用中指和无名指挟住左后肢，和无名指挟住右后肢，用中指和无名指挟住左后肢，使鼠体成为一条直线。使鼠体成为一条直线。2、固定板（器）固定：、固定板（器）固定：与大、小鼠，豚鼠固与大、小鼠，豚鼠固定板固定基本一致。定板固定基本一致。四、兔的抓
8、取保定：四、兔的抓取保定：(一一)方法方法1 1：步骤：步骤：1 1、用右手抓住兔颈部的被毛和皮肤，轻、用右手抓住兔颈部的被毛和皮肤，轻轻把兔提起。轻把兔提起。2 2、用左手托住、用左手托住兔兔的臀部。的臀部。(二二)方法方法2 2：器材：兔保定架器材：兔保定架1 1个。个。步骤：步骤：1 1、打开保定架的上盖，抓取、打开保定架的上盖，抓取并将并将兔放进架兔放进架内，迅速关上保定架的上盖。内，迅速关上保定架的上盖。2 2、右手抓住兔耳朵将头部拉过保定架的卡、右手抓住兔耳朵将头部拉过保定架的卡栓，将兔的脖子保定。栓，将兔的脖子保定。3 3、如果兔挣扎，可用手、如果兔挣扎，可用手在它的背上轻轻抚摸
9、，在它的背上轻轻抚摸，使其安静。使其安静。16 注意：注意：家兔温顺，一般不会咬人，但脚爪较锐利，要家兔温顺，一般不会咬人，但脚爪较锐利，要防止被抓伤。另外抓取时不能只提兔耳或四肢，防止被抓伤。另外抓取时不能只提兔耳或四肢，也不能用单手只抓颈背部皮肤。也不能用单手只抓颈背部皮肤。17五、实验犬五、实验犬（一）抓取（一）抓取可用特制的长柄铁钳夹住犬的颈部，由另一人用布带可用特制的长柄铁钳夹住犬的颈部，由另一人用布带或粗绳缚其嘴，并将布带、绳固定在狗耳后颈或粗绳缚其嘴，并将布带、绳固定在狗耳后颈部，防止脱落部，防止脱落。注意：注意：狗性情凶恶、咬人，避免被其咬伤。狗性情凶恶、咬人，避免被其咬伤。在
10、缚嘴时，动作要迅速，捆绑松紧要适中。在缚嘴时，动作要迅速，捆绑松紧要适中。18（二）固定（二）固定 实验台固定：实验台固定：用特制的长柄铁钳夹住犬的颈用特制的长柄铁钳夹住犬的颈部后，麻醉动物。将麻醉的犬放在实验台上，部后，麻醉动物。将麻醉的犬放在实验台上，再用粗棉带（绳）固定四肢于实验台上。再用粗棉带（绳）固定四肢于实验台上。并将并将犬舌拉出。此固定方法仰卧位适用于口腔、颈、犬舌拉出。此固定方法仰卧位适用于口腔、颈、胸、腹、四肢等部位的实验，俯卧位适用于脑、胸、腹、四肢等部位的实验，俯卧位适用于脑、背部位的实验。背部位的实验。19三、实验动物编号与标记方法（一）染色法：1、单色涂染法：在每组动
11、物不超过l0只或一个实验不超过40只的情况下适用。实验动物：大鼠、小鼠。常用染色剂：3-5苦味酸溶液，可染成黄色2%硝酸银溶液，涂染成咖啡色（涂后需光照10min）；0.5%中性红或品红溶液，涂染成红色；煤焦油酒精溶液，涂染成黑色；龙胆紫溶液，涂染成紫色 方法步骤：方法步骤：(1)(1)涂染原则：从左到右、从上到下。涂染原则：从左到右、从上到下。(2)(2)左前肢为左前肢为l l号、左侧腹部号、左侧腹部2 2号、号、左后肢左后肢3 3号。号。(3)(3)两耳后部两耳后部4 4号、背中部号、背中部5 5号、号、后肢背部后肢背部6 6号。号。(4)(4)右前肢右前肢7 7号、号、右侧腹部右侧腹部8
12、 8号、号、右后肢右后肢9 9号。号。(5)(5)尾巴根为尾巴根为1010号。号。（6 6）额部为）额部为2020号号 2 2、双色涂染法：、双色涂染法：在每组动物不超过在每组动物不超过100100只的情况下只的情况下 适用。适用。实验动物：大鼠、小鼠。实验动物：大鼠、小鼠。常用染色剂常用染色剂：(1)3-5(1)3-5苦味酸溶液苦味酸溶液，可染成黄色。，可染成黄色。作为作为“个个”位数。位数。(2)0.5%(2)0.5%中性红或品红溶液中性红或品红溶液，可染，可染 成红色。成红色。作为作为“十十”位数。位数。方法步骤：方法步骤：(1)(1)用两种颜色同时进行染色标记。用两种颜色同时进行染色标
13、记。(2)(2)用苦味酸用苦味酸(黄色黄色)染色标记作为个染色标记作为个位数，个位数的染色标记方法同单位数，个位数的染色标记方法同单色涂染法。色涂染法。(3)(3)用品红用品红(红色红色)染色标记作为十位染色标记作为十位数，数，（4 4）左前肢为）左前肢为1010号、号、左侧腹部左侧腹部2020号、号、左后肢左后肢3030号，号，两耳后部两耳后部4040号、号、背部背部5050号、号、后肢背部后肢背部6060号，号，右前肢右前肢7070号、号、右侧腹部右侧腹部 8080号、号、右后肢右后肢9090号号 第第100100号不作染色标记。号不作染色标记。（二）穿耳孔法 用专用耳空器在动物耳朵不同部
14、位打一小孔或缺口表示一定号码的方法，原则是：左耳代表十位，右耳代表个位。实验动物：兔、犬、猪（三）标牌法（三）标牌法 一般挂在动物的颈部、耳朵、脚上或 实验动物：犬、猴（四）烙印法（五）剪毛法26第三节第三节 实验动物的给药途径与方法实验动物的给药途径与方法实验动物的给药方法主要有：实验动物的给药方法主要有：注射法和胃肠给药注射法和胃肠给药法两种，此外还有用于皮肤的涂布给药法和用于呼法两种，此外还有用于皮肤的涂布给药法和用于呼吸道的吸入给药法。吸道的吸入给药法。裸鼠27一一.注射分为：注射分为：皮内注射、皮下注射、肌肉注射、腹腔注射、皮内注射、皮下注射、肌肉注射、腹腔注射、静脉注射、脑膜下注射
15、、脑内注射、胸腔内注射、静脉注射、脑膜下注射、脑内注射、胸腔内注射、腰椎内注射、关节腔注射和心内注射。腰椎内注射、关节腔注射和心内注射。在实验过程中，应根据实验目的、动物种类在实验过程中，应根据实验目的、动物种类、药物类型选择给药途径和方法，若是临床前药物、药物类型选择给药途径和方法，若是临床前药物的动物实验，给药方法应与人的给药途径一致。的动物实验，给药方法应与人的给药途径一致。282930（二）注射给药（二）注射给药1 1、皮下注射给药：、皮下注射给药：原理：将药液注入皮下结缔组织，经原理：将药液注入皮下结缔组织，经毛细血管、淋巴管吸收进入血液循环。毛细血管、淋巴管吸收进入血液循环。器材：
16、器材：1m11m1注射器注射器1 1支、生理盐水、烧支、生理盐水、烧 杯、酒精、碘酒、棉球。杯、酒精、碘酒、棉球。方法步骤：方法步骤：(1)(1)注射部位：颈背部、腋下、腹侧和后肢的皮下注射部位：颈背部、腋下、腹侧和后肢的皮下 (2)(2)常规消毒注射部位的皮肤，用注射针头取一常规消毒注射部位的皮肤，用注射针头取一锐锐 角角度角角度刺入皮下刺入皮下.(3)(3)将针头轻轻向左右将针头轻轻向左右 摆动，摆动，易摆动易摆动则表示已则表示已 刺入皮下，再轻轻刺入皮下，再轻轻抽吸抽吸，如无回血，可缓慢地将如无回血，可缓慢地将 药物注入皮下。药物注入皮下。注射量：注射量：0.01ml0.01ml0.03
17、ml0.03mlg g体重。体重。2.皮内注射此法用于观察皮肤血管通透性变化或皮肤反应。注射部位：动物背部脱毛，用针头平直进入皮内，注射药液后，皮肤表面鼓起小泡，停片刻拔出针头。3.3.肌肉注射给药肌肉注射给药 原理：将药液注入动物的肌肉组织，经原理：将药液注入动物的肌肉组织，经毛细血管吸收进入血液循环毛细血管吸收进入血液循环 器材：器材：1ml1ml注射器注射器1 1支、生理盐水、烧支、生理盐水、烧杯、酒精、碘酒、棉球。杯、酒精、碘酒、棉球。注射部位：一般选择肌肉丰富而无大血管通过的注射部位：一般选择肌肉丰富而无大血管通过的臀部或大腿外测臀部或大腿外测，回抽无血即可注射。，回抽无血即可注射。
18、4.4.静脉注射给药静脉注射给药 （1)1)大小鼠尾静脉注射大小鼠尾静脉注射 原理：将药液注入小鼠的尾静脉。原理：将药液注入小鼠的尾静脉。器材：器材：1m11m1注射器注射器1 1支、生理盐水、烧支、生理盐水、烧 杯、金属笼或大小鼠器杯、金属笼或大小鼠器 、酒精、碘酒、棉球。酒精、碘酒、棉球。方法步骤：方法步骤：(1)(1)将大小鼠放在金属笼或将大小鼠放在金属笼或小鼠固定器小鼠固定器 中，通过金属笼或中，通过金属笼或大大小鼠固定器小鼠固定器的孔拉的孔拉出鼠尾巴。出鼠尾巴。(2)(2)用左手捏住鼠尾巴中下部，用用左手捏住鼠尾巴中下部，用7575 酒精棉球反复擦拭尾部。酒精棉球反复擦拭尾部。(3)
19、(3)注射时，以左手拇指和中指捏住鼠尾注射时，以左手拇指和中指捏住鼠尾 两侧，用食指从下面托起尾巴，以无两侧，用食指从下面托起尾巴，以无 名指夹住尾巴的末梢。名指夹住尾巴的末梢。(4)(4)右手持右手持4 4号针头的注射器，使针头与号针头的注射器，使针头与 静脉平行（小于静脉平行（小于3030度角）。度角）。(5)(5)从鼠尾巴下从鼠尾巴下1 14 4处进针，仔细观察，处进针，仔细观察，如果无阻力，无白色皮丘出现，说明如果无阻力，无白色皮丘出现，说明 已刺入血管，即可注入药物。已刺入血管，即可注入药物。(6)(6)拔出针头后，用干棉球压住注射部位拔出针头后，用干棉球压住注射部位 约约l l、2
20、min2min，防止出血。，防止出血。注射量：小鼠注射量：小鼠 0.005m10.005m10.01 m10.01 m1g g体体重。重。大鼠大鼠1.0-2.01.0-2.0 m1m1100g g体重体重（2 2）兔耳缘静脉给药）兔耳缘静脉给药原理：穿刺兔的耳缘静脉原理：穿刺兔的耳缘静脉器材：兔保定架、注射器器材：兔保定架、注射器1 1支、生理盐水、支、生理盐水、烧杯、酒精、碘酒、棉球。烧杯、酒精、碘酒、棉球。方法步骤：方法步骤：(1)(1)将兔放在保定架内保定。将兔放在保定架内保定。(2)(2)酒精消毒并揉搓血管，酒精消毒并揉搓血管，使使兔的耳缘静脉兔的耳缘静脉充盈。充盈。(3)(3)用左手
21、食指和中指夹住兔的耳缘静脉用左手食指和中指夹住兔的耳缘静脉 的近端，拇指绷紧静脉的远端，无名指和的近端，拇指绷紧静脉的远端，无名指和小指放在耳郭下作垫。小指放在耳郭下作垫。(4)(4)右手拿注射器，针尖的斜面朝上，将右手拿注射器，针尖的斜面朝上，将针针 头从远心端插入血管，放松对静脉近心端头从远心端插入血管，放松对静脉近心端的压迫，回抽有血即可注射，拔针后用棉的压迫，回抽有血即可注射，拔针后用棉球止血。球止血。42二二.胃肠给药法分为胃肠给药法分为：自动口服给药自动口服给药 灌胃给药灌胃给药 直肠给药。直肠给药。43 表表 常用动物一次灌胃能耐受的最大容积常用动物一次灌胃能耐受的最大容积*动物
22、种类动物种类 体重（体重（g）最大容积最大容积小鼠小鼠 30 1.0 25-30 0.8 20-24 0.5大鼠大鼠 300 8.0 250-300 6.0 200-249 4.0-5.0 100-199 3.0豚鼠豚鼠 300 6.0.250-300 4.0-5.0家兔家兔 3500 200 2500-3500 150 2000-2400 100猫猫 3000 100-150 2500-3000 50-80犬犬 10,000-15,000 200-5004445第四节第四节实验动物血液和尿液的采集实验动物血液和尿液的采集一一 动物血液的采集方法动物血液的采集方法 实验动物血液的采集方法有很多
23、。实验动物血液的采集方法有很多。（一）（一）按采血部位不同可分为：按采血部位不同可分为：眼部采血、耳部采血、心脏采血、大血管采眼部采血、耳部采血、心脏采血、大血管采血及尾部采血等。血及尾部采血等。小香猪46（二）按采血使用的手段不同可分为：（二）按采血使用的手段不同可分为：鼠尾刺血、剪尾采血、眼眶静脉丛采血、鼠尾刺血、剪尾采血、眼眶静脉丛采血、心脏采血、断头采血、颈静（动）脉采血、腹主心脏采血、断头采血、颈静（动）脉采血、腹主动（静）脉采血、耳缘剪口采血、耳静脉采血、动（静）脉采血、耳缘剪口采血、耳静脉采血、后肢外侧小隐静脉、前肢内侧皮下头静脉采血、后肢外侧小隐静脉、前肢内侧皮下头静脉采血、翼
24、下采血等。翼下采血等。采血时，应根据动物的种类，检验项目、采血时，应根据动物的种类，检验项目、方法及需采血量确定采血的部位和方法。方法及需采血量确定采血的部位和方法。小鼠各种采血方法的最大采血量剪尾巴采血：0.1ml/次，可以用温水（50）浸泡几分钟或放恒温箱几分钟，使其尾巴血管充盈，剪去尾巴1-2mm.摘眼球采血：0.1-0.6ml/次心脏采血：0.5-0.6ml/次断头采血：0.8-1.0ml/次眼眶静脉丛采血：0.2-0.3ml/次，取内径为1.0-1.5mm的玻璃毛细管，临用前折断成1-1.5cm长的毛细管段，浸入1肝素溶液中，干燥后用。大鼠、豚鼠、兔均可采用此法。4849505152
25、表表 常用动物的最大安全采血量常用动物的最大安全采血量动物种类动物种类 最大安全采血量最大安全采血量（ml）最小致死采血量（最小致死采血量（ml）小鼠小鼠 0.1 0.3 大鼠大鼠 1 2 豚鼠豚鼠 5 10 家兔家兔 10 40 狗狗 50 300 猴猴 15 60 四、大鼠的采血四、大鼠的采血 眼眶后静脉丛眼眶后静脉丛(窦窦)取血：取血：器材：器材：毛细管毛细管(玻璃或塑料均可玻璃或塑料均可)、1 1肝素溶液、干燥皿、肝素溶液、干燥皿、乙醚、试管、干棉球。乙醚、试管、干棉球。方法步骤：方法步骤：1 1、先将毛细管浸泡在、先将毛细管浸泡在1 1肝素溶液中数分肝素溶液中数分钟，然后取出干燥备用
26、。钟，然后取出干燥备用。2 2、将大鼠进行麻醉，、将大鼠进行麻醉，使大鼠保持侧卧位。使大鼠保持侧卧位。3 3、左手拇指、食指抓住两鼠耳之间的颈、左手拇指、食指抓住两鼠耳之间的颈部头皮，并轻轻向下压迫颈部两侧，致大部头皮，并轻轻向下压迫颈部两侧，致大鼠静脉血鼠静脉血回流障碍，眼球外突，眶后静脉回流障碍，眼球外突，眶后静脉丛充血。丛充血。4 4、右手持毛细管由大鼠的内毗部插入结、右手持毛细管由大鼠的内毗部插入结膜，使毛细管与眶壁平行地向喉头方向推膜，使毛细管与眶壁平行地向喉头方向推进，深度约进，深度约3 35mm5mm 。5 5、轻轻旋动毛细管，使其穿破静脉丛，、轻轻旋动毛细管，使其穿破静脉丛，让
27、血流顺毛细管流出。让血流顺毛细管流出。采血量：采血量：0.40.40.6ml0.6ml次。次。56 二、二、尿液采集尿液采集（一）、一）、代谢笼采集代谢笼采集 代谢笼的特点是能代谢笼的特点是能将动物排泄的大小便分开，达到采集尿液的将动物排泄的大小便分开，达到采集尿液的目的。目的。此法常用于大鼠、小鼠、豚鼠、兔等此法常用于大鼠、小鼠、豚鼠、兔等中小型动物的尿液采集。中小型动物的尿液采集。（二）、导尿法采集（二）、导尿法采集 在动物的尿道或输尿在动物的尿道或输尿管内插一根塑料导管采集尿液。管内插一根塑料导管采集尿液。此法适用于此法适用于兔、犬、猫等。兔、犬、猫等。二、尿液的采集二、尿液的采集实验动
28、物的尿液常用代谢笼采集，也可通过其他装置来采集。（一）用代谢笼采集尿液代谢笼用于收集实验动物自然排出的尿液，是一种特别设计的为采集实验动物各种排泄物的密封式饲养笼，有的代谢笼除可收集尿液外，又可收集粪便和动物呼出的CO2。一般简单的代谢笼主要用来收集尿液。防在代谢笼内饲养的实验动物，可通过其特殊装置收集尿液。（二）导尿法收集尿液施行导尿术，较适宜于犬、猴等大动物。一般不需要麻醉，导尿时将实验动物仰卧固定，用甘油润滑导尿管。对雄性动物，操作员用一只手握住阴茎，另一只手将阴茎包皮向下，暴露龟头，使尿道口张开，将导尿管缓慢插入，导尿管推进到尿道膜部时有抵抗感，此时注意动作轻柔，继续向膀胱推进导尿管，
29、即有尿液流出。雌性动物尿道外口在阴道前庭，导尿时于阴道前庭腹侧将导尿管插入阴道外口，其后操作同雄性动物导尿术。用导尿法导尿可采集到没有污染的尿液。如果严格执行无菌操作，可收集到无菌尿液。（1、尿液收集前一定要禁食，不然对结果的影响很大。2.尿液收集期间需检查各收集器皿是否有漏，防止损失。三）输尿管插管采集尿液一般用于要求精确计量单位时间内实验动物排尿量的实验。剖腹后，将膀胱牵拉至腹腔外，暴露膀胱底两侧的输尿管。在两侧输尿管近膀胱处用线分别结扎，于输尿管结扎处上方剪一小口，向肾脏方向分别插入充满生理盐水的插管，用线结扎固定插管，即可见尿液从插管滴出，可以收集。采尿过程中要用38热生理盐水纱布遮盖
30、切口及膀胱。（四）压迫膀胱采集尿液实验人员用手在实验动物下腹部加压，手法既轻柔又有力。当增加的压力使实验动物膀胱括约肌松弛时，尿液会自动流出，即行收集。（五）穿刺膀胱采集尿液实验动物麻醉固定后，剪去下腹部耻骨联合之上，腹正中线两侧的被毛，消毒后用注射针头接注射器穿刺。取钝角进针，针头穿过皮肤后稍微改变角度，以避免穿刺后漏尿，然后刺向膀胱方向，边缓慢进针边回抽，直到抽到尿液为止。（六）剖腹采集尿液按上述穿刺膀胱采集尿液法做术前准备，其皮肤准备范围应更大。剖腹暴露膀胱，直视下穿刺膀胱抽取尿液。也可于穿刺前用无齿镊夹住部分膀胱壁，从镊子下方的膀胱壁进针抽尿。（七）提鼠采集尿液（即反射排尿法）鼠类被人
31、抓住尾巴提起即出现排尿反射，以小鼠的这种反射最明显。可以利用这一反射收集尿液。当鼠类被提起尾巴排尿后，尿滴挂在尿道外口附近的被毛上，不会马上流走，操作人员应迅速用吸管或玻璃管接住尿滴。（八）膀胱插管法腹部手术同输尿管插管。将膀胱翻出腹外后，用丝线结扎膀胱颈部，阻断它同尿道的通路。然后在膀胱顶部避开血管剪一小口，插入膀胱漏斗，用丝线做以荷包缝合固定。漏斗最好正对着输尿管的入口处。注意不要紧贴膀胱后壁而堵塞输尿管。下端接橡皮管插入带刻度的容器内以收集尿液。60第五节实验动物的麻醉方法第五节实验动物的麻醉方法 实验动物的麻醉实验动物的麻醉就是用物理或化学的方法，就是用物理或化学的方法，使动物全身或局
32、部暂时痛觉消失或迟钝，以利于实使动物全身或局部暂时痛觉消失或迟钝，以利于实验操作。验操作。比格犬61（一）全身麻醉：（一）全身麻醉：指麻醉药通过呼吸道吸入，静脉、肌肉或指麻醉药通过呼吸道吸入，静脉、肌肉或腹腔注射，使动物产生短时间的意识丧失，痛觉消失，肌肉腹腔注射，使动物产生短时间的意识丧失，痛觉消失，肌肉松弛和反射抑制等中枢神经系统抑制现象。松弛和反射抑制等中枢神经系统抑制现象。分为吸入麻醉和分为吸入麻醉和注射麻醉。注射麻醉。1吸入麻醉吸入麻醉 指挥发性麻醉剂经动物呼吸道吸入体内从而指挥发性麻醉剂经动物呼吸道吸入体内从而产生麻醉效果的方法产生麻醉效果的方法。常见的吸入麻醉剂有乙醚。常见的吸入
33、麻醉剂有乙醚。一一麻醉类型及方法麻醉类型及方法 实验动物的麻醉分为实验动物的麻醉分为全身麻醉全身麻醉和和局局部麻醉两种部麻醉两种类型。类型。62 （1）步骤与方法：步骤与方法：1）准备容器准备容器:小型实验动物小型实验动物:5000ml标本瓶标本瓶1个个,10ml试管或离试管或离心心 管管1个个.如鼠类如鼠类中型实验动物中型实验动物:适当大小的玻璃箱适当大小的玻璃箱1个个,试管或离心试管或离心管管 1个如猫、兔个如猫、兔大体形动物大体形动物:麻醉口罩麻醉口罩.如犬如犬 63 2）操作步骤）操作步骤:放入挥发性麻醉剂放入挥发性麻醉剂-放入动物放入动物-密闭密闭4-6分钟分钟-麻醉麻醉-实验实验-
34、小容器追加麻醉小容器追加麻醉.64(2)吸入麻醉的注意事项：吸入麻醉的注意事项：A、容器密封性。、容器密封性。B、防止麻醉窒息和过量。、防止麻醉窒息和过量。C、适时追加麻醉。、适时追加麻醉。652.注射麻醉注射麻醉：通过注射的方法，将麻醉剂注入通过注射的方法，将麻醉剂注入 动物的体内，使动物进入麻醉状动物的体内，使动物进入麻醉状态态 的方法。的方法。常用的注射方法有静脉常用的注射方法有静脉注注 射、肌肉注射和腹腔注射等射、肌肉注射和腹腔注射等。66注射麻醉方法：注射麻醉方法：腹腔注射：腹腔注射：固定动物固定动物-头下位头下位-腹部后腹部后1/3 处靠外侧。处靠外侧。静脉注射：静脉注射：固定动物
35、固定动物-血管血管-注射注射 肌肉注射：肌肉注射：固定动物固定动物-肌肉发达肌肉发达-注射注射67(2).注射麻醉的注意事项：注射麻醉的注意事项：A、腹腔注射时使动物的头处于低位，使内、腹腔注射时使动物的头处于低位，使内 脏向上腹移动，可避免注射时伤及内脏。脏向上腹移动，可避免注射时伤及内脏。B、静脉注射必须缓慢，过快会引起麻醉静脉注射必须缓慢，过快会引起麻醉 意外。意外。C、肌肉注射应在肌肉较发达的部位注射肌肉注射应在肌肉较发达的部位注射 ，有利于麻醉剂的吸收。，有利于麻醉剂的吸收。腹腔注射、肌肉注射和静脉注射麻醉动物各腹腔注射、肌肉注射和静脉注射麻醉动物各有优缺点，应根据麻醉剂的特性，动物
36、解剖特点选有优缺点，应根据麻醉剂的特性，动物解剖特点选择方法简单，麻醉效果好的注射方法择方法简单，麻醉效果好的注射方法。68常用实验动物全身麻醉药及用法和剂量常用实验动物全身麻醉药及用法和剂量药物药物适用动物适用动物给药途给药途径径给 药 剂 量给 药 剂 量 （mg/kg）给 药 体 积给 药 体 积（ml/kg）配 制 浓配 制 浓度（度（%）麻 醉 维麻 醉 维持时间持时间戊巴戊巴比妥比妥钠钠大、小鼠大、小鼠腹腔腹腔453.8-7.51.2-0.62-4h，中途加中途加1/5量，量，可延长可延长麻醉时麻醉时间间 1 h以上。以上。静脉静脉301.2-0.6豚鼠豚鼠腹腔腹腔40-502.0
37、-2.52静脉静脉30犬、猫、犬、猫、兔兔腹腔腹腔40-501.4-1.73静脉静脉301.03绵羊绵羊静脉静脉303山羊山羊静脉静脉303猪猪静脉静脉153猴猴静脉静脉35369速 眠速 眠新新ml/kg大、小大、小鼠鼠肌肉肌肉0.3-0.81 h-2h兔兔肌肉肌肉0.2-0.3杂种犬杂种犬肌肉肌肉0.1-0.15纯种犬纯种犬肌肉肌肉0.0 4-0.08猪猪肌肉肌肉0.1-0.15羊羊肌肉肌肉0.1-0.15硫 喷硫 喷妥钠妥钠小鼠小鼠腹腔腹腔5011 5-30min静脉静脉251大 鼠、大 鼠、地鼠地鼠腹腔腹腔405-101静脉静脉205-101豚鼠豚鼠腹腔腹腔55静脉静脉20犬犬静脉静脉
38、20-251.3-2.52猫猫静脉静脉281.3-2.52兔兔静脉静脉201.3-2.52猪猪45kg静脉静脉9-102猪猪45kg静脉静脉52 猴猴静脉静脉25腹腔腹腔6070盐 酸盐 酸氯 胺氯 胺酮酮大、小大、小鼠鼠肌肉、肌肉、腹腔腹腔22-441 0-20min猫、犬、猫、犬、猴猴肌肉肌肉10-40猪猪肌肉肌肉10-15氨 基氨 基甲 酸甲 酸乙脂乙脂 （乌（乌拉坦拉坦大、小大、小鼠鼠肌肉、肌肉、腹腔腹腔13507020-252-4h兔、猫、兔、猫、犬犬静脉静脉750-10003-425直肠直肠15006025乙醚乙醚各 种 动各 种 动物物吸入吸入71二术中基本操作技术二术中基本操作
39、技术(一）一）术部被毛的去除术部被毛的去除 在实验外科操作技术中，对已麻醉、固定在实验外科操作技术中，对已麻醉、固定就绪的动物首先要作的就是对术部被毛的去除就绪的动物首先要作的就是对术部被毛的去除，以免影响术部的消毒、手术操作和创口术后，以免影响术部的消毒、手术操作和创口术后愈合。愈合。常用的被毛去除方法有常用的被毛去除方法有剪毛法、剃毛法和剪毛法、剃毛法和脱毛法。脱毛法。第六节动物实验外科操作技术第六节动物实验外科操作技术72 常用的脱毛剂配方：常用的脱毛剂配方：配方配方1：硫化钠：硫化钠8g溶于溶于100ml水中。水中。配方配方2：硫化钠：硫化钠 肥皂粉肥皂粉 淀粉的比例为淀粉的比例为 3
40、 1 7，加水调成糊状。，加水调成糊状。配方配方3：硫化钠：硫化钠10g加生石灰加生石灰15g溶于溶于100ml 水中。水中。配方配方4：硫化钠：硫化钠8g、淀粉、淀粉7g、糖、糖4g、甘油、甘油 5g、硼纱、硼纱1g、水、水75g，共，共100g，调，调成成 糊状。糊状。73一一 术后护理术后护理 影响动物手术成败的因素很多，如动物影响动物手术成败的因素很多，如动物的选择、动物的健康状况、麻醉、手术熟练程的选择、动物的健康状况、麻醉、手术熟练程度、术后动物的护理等，其中术后护理至关重度、术后动物的护理等，其中术后护理至关重要。动物由于受到麻醉及手术的影响，使原来要。动物由于受到麻醉及手术的影
41、响，使原来平衡的机体、机能状态发生一系列的变化平衡的机体、机能状态发生一系列的变化74(一一)术后动物的特点术后动物的特点1 体温下降：体温下降：麻醉和手术都可使动物体温麻醉和手术都可使动物体温 有不同程度的降低。麻醉时间越长，下有不同程度的降低。麻醉时间越长，下 降越明显。降越明显。2 疼痛：疼痛：动物苏醒够常见的问题是疼痛。动物苏醒够常见的问题是疼痛。动物因疼痛会出现行动异常、嘶叫、饮动物因疼痛会出现行动异常、嘶叫、饮 食异常、心率加快、循环衰竭等。食异常、心率加快、循环衰竭等。753食欲下降或丧失：食欲下降或丧失：大部分手术后的动物大部分手术后的动物 因疼痛而食欲下降，有的动物因手术使因
42、疼痛而食欲下降，有的动物因手术使 采食功能丧失，如口腔内手术。采食功能丧失，如口腔内手术。4.术部易感染：术部易感染：术后动物饲养在环境卫生术后动物饲养在环境卫生 恶劣的室内，极易引起术部感染。恶劣的室内，极易引起术部感染。76 (二）术后动物对环境的要求二）术后动物对环境的要求 术后动物对的饲养环境温暖、清洁、安静、术后动物对的饲养环境温暖、清洁、安静、光线柔和。光线柔和。1、环境温暖：、环境温暖：麻醉和手术的动物体温都有麻醉和手术的动物体温都有不同程度的下降，而低体温休克是动物实验后死亡不同程度的下降，而低体温休克是动物实验后死亡的一个重要的原因，因此手术后动物饲养室温宜高的一个重要的原因
43、，因此手术后动物饲养室温宜高些，以些，以25-30为佳。辅以清洁、柔软的铺垫物为佳。辅以清洁、柔软的铺垫物，也是手术后动物保温的较好办法。，也是手术后动物保温的较好办法。77 2、环境卫生：、环境卫生：手术后动物饲养室的环境卫生应达手术后动物饲养室的环境卫生应达到或超过手术前动物对环境卫生的要求标准。到或超过手术前动物对环境卫生的要求标准。环境卫生差，易引起动物手术部位的感染环境卫生差，易引起动物手术部位的感染、化脓，甚至死亡。普通动物环境要求无尘粒、无蚊、化脓，甚至死亡。普通动物环境要求无尘粒、无蚊蝇，对环境常消毒，经常更换动物的铺垫物。动物室蝇，对环境常消毒，经常更换动物的铺垫物。动物室的
44、通风设备运转良好，室内氨浓度不宜过高。的通风设备运转良好，室内氨浓度不宜过高。783、线柔和、无噪音：、线柔和、无噪音：手术后动物室的光线宜手术后动物室的光线宜 暗淡些，切忌强光照明，若要观察动物可暗淡些，切忌强光照明，若要观察动物可 借助手电筒或局部光源。术后观察动物时，借助手电筒或局部光源。术后观察动物时，动作宜轻，严禁大声喧哗或出现尖锐的撞动作宜轻，严禁大声喧哗或出现尖锐的撞 击声。击声。79 (三三)术后动物的其它护理措施术后动物的其它护理措施 术后未苏醒的动物：术后未苏醒的动物：1保持呼吸道的畅通，保持呼吸道的畅通，2、镇痛、镇痛3、独笼饲养、独笼饲养80第七节实验动物的处死方法第七
45、节实验动物的处死方法C57小鼠处死实验动物应遵循动物安乐死的基本原则。处死实验动物应遵循动物安乐死的基本原则。安乐死安乐死是从人道主义和动物保护角度，在不影是从人道主义和动物保护角度，在不影响实验结果的同时，尽快使动物无痛苦死去的方法。响实验结果的同时，尽快使动物无痛苦死去的方法。81 实验动物处死方法很多，常用的安乐实验动物处死方法很多，常用的安乐死方法有：死方法有：1.颈椎脱臼法颈椎脱臼法2.空气栓塞法空气栓塞法3.急性放血法急性放血法4.断头法药物法等断头法药物法等821颈椎脱臼法颈椎脱臼法 颈椎脱臼法常用于小鼠、大鼠，也用于沙鼠颈椎脱臼法常用于小鼠、大鼠，也用于沙鼠、豚鼠、兔。、豚鼠、
46、兔。2空气栓塞法空气栓塞法 主要用于大动物的处死主要用于大动物的处死3.急性放血法急性放血法 常用于小鼠、大鼠、豚鼠、兔、猫、犬等。常用于小鼠、大鼠、豚鼠、兔、猫、犬等。四四.断头法断头法 主要适用于小鼠、大鼠等小动物。主要适用于小鼠、大鼠等小动物。83 实验者在抓取和固定动物过程中，因方法实验者在抓取和固定动物过程中，因方法不当造成的动物意外损伤，如：皮肤、肌肉或不当造成的动物意外损伤，如：皮肤、肌肉或软组织拉伤、关节脱臼、骨折、死亡等意外。软组织拉伤、关节脱臼、骨折、死亡等意外。二、动物抓取与固定意外二、动物抓取与固定意外84发生与对策发生与对策1）皮肤、肌肉或软组织以外拉伤。）皮肤、肌肉
47、或软组织以外拉伤。对策：对策：在抓取在抓取动物时，方法得当，态度温和，动作轻柔，避免动物时，方法得当，态度温和，动作轻柔，避免引起动物的不安、惊恐、疼痛和损伤。引起动物的不安、惊恐、疼痛和损伤。2）牙齿、口腔黏膜、舌的意外损伤。）牙齿、口腔黏膜、舌的意外损伤。对策：对策：固定性固定性情凶悍的实验犬时，最好采用麻醉吹管，先麻醉，再情凶悍的实验犬时，最好采用麻醉吹管，先麻醉，再固定。固定。853）关节脱臼、骨折。）关节脱臼、骨折。对策：对策：对大中型，且性情对大中型，且性情凶悍的动物，可采用先麻醉，再固定的方法凶悍的动物，可采用先麻醉，再固定的方法,固定固定紧松适度，太紧易造成关节脱臼、骨折，太松
48、则紧松适度，太紧易造成关节脱臼、骨折，太松则固定不牢。固定不牢。4）动物死亡。）动物死亡。对策：对策：抓取和固定小动物时，做到方法抓取和固定小动物时，做到方法正确，胆大、心细，保持动物呼吸通畅。固定对大动物正确，胆大、心细，保持动物呼吸通畅。固定对大动物时，确保固定牢固，避免坠落。时，确保固定牢固，避免坠落。861）过敏）过敏.对策对策:对小动物、易获得、经济价值对小动物、易获得、经济价值底的动物、实验初期的动物出现过敏反应时，底的动物、实验初期的动物出现过敏反应时，一般无抢救价值。对大动物，稀缺动物、经济一般无抢救价值。对大动物，稀缺动物、经济价值高、实验后期，动物死亡可能影响实验结价值高、
49、实验后期，动物死亡可能影响实验结果时可皮下注射抗过敏药。果时可皮下注射抗过敏药。发生与对策发生与对策2）麻醉过量）麻醉过量.对策对策:注射麻醉拮抗剂、兴奋注射麻醉拮抗剂、兴奋呼吸中枢、心脏急救、人工呼吸等。呼吸中枢、心脏急救、人工呼吸等。三、动物麻醉意外三、动物麻醉意外87五、动物护理意外五、动物护理意外 动物护理意外多发生在手术后的动物，对手术动动物护理意外多发生在手术后的动物，对手术动物有物有“三分手术，七分护理三分手术，七分护理”之说。护理不当，可能导之说。护理不当，可能导致动物的意外损伤或死亡。致动物的意外损伤或死亡。88发生与对策发生与对策1）温度导致的意外）温度导致的意外.对策对策
50、:手术后动物饲养室温手术后动物饲养室温宜高些，以宜高些，以25-30为佳，并辅以清洁、柔软为佳，并辅以清洁、柔软的铺垫物。的铺垫物。2）疼痛导致的意外）疼痛导致的意外.对策对策:动物因疼痛而躁动不动物因疼痛而躁动不安时，除事先采取制动措施外，在不影响实验结安时，除事先采取制动措施外，在不影响实验结果的前提下果的前提下,必要时可肌肉注射一定量的镇痛剂。必要时可肌肉注射一定量的镇痛剂。893）食欲下降或丧失导致的意外）食欲下降或丧失导致的意外.对策对策:人工胃饲人工胃饲流质食物、静脉输液等方法，待采食功能恢复流质食物、静脉输液等方法，待采食功能恢复后，再让其自由采食。后，再让其自由采食。4）术部感
