1、Part I:Part I:Part I:侧脑室置管穿刺给药是神经生物学研究中常用的实验手段，多用于观察目的核团或脑区对某些药物刺激的反应。Part II:Part II:Part II:将药物直接注入脑内可以直接作用于在体状态下感兴趣的神经元及胶质细胞，比其他给药途径更直接，得出的结果较体外实验，如细胞培养等更接近生理状态下的反应。Part III:Part III:Part III:麻醉，立体定位仪固定时对动物的外耳道及鼓膜的损伤，颅骨钻孔以及穿刺导管进入脑实质造成的损伤等，使动物在术后几天内都处于应激状态，可能干扰甚至掩盖给药早期动物对药物的反应。针道损伤破坏了血脑屏障的完整性，使血细胞
2、及血中的各种免疫因子进入脑，干扰了神经元和胶质细胞周围的微环境，背离了使结果接近正常生理状态反应的初衷。Part IPart IPart Iv v v:目前国际上公认的脑内给药方法为：在立体定位仪的引导下，将一合适直径和长度的带内芯的管道埋置于需要的位置，用牙托粉将管道的外露部分固定于颅骨表面。术后5到10天，手术应激已经基本消失，血脑屏障基本恢复。此时，可以在动物清醒状态下把内芯抽出，将一内针插入管道达目的部位注射给药后将内针抽出，再插入内芯封闭管道以再次给药。此法基本避免了应激及血液因素的干扰，可以得到比较可信的结果。Part Part Part v v v:Materials and M
3、ethods 实验器材 1.套管系统：在SD大鼠上进行侧脑室置管给药使用的外管，相配套的内芯和内针均购自深圳市瑞沃德生命科技有限公司。并用该公司配套的PE管给药。2.管道系统的直径和长度的选择：应根据需注射的脑区的坐标进行选择。外管，相配套的内芯和内针如下图所示 手术步骤 1.用10%的水合氯醛麻醉大鼠（SD，250-350克），使动物呈俯卧姿势，将大鼠头部固定于脑立体定位仪上，门齿杆-3.3mm，三个标准检测是否固定成功，鼻对正中，头部不动，提尾不掉。2.头顶皮肤剃毛，消毒，在头部正中做一长约0.5-1cm切口，分开头骨上附着的骨膜及肌肉，撕开颅顶筋膜，以棉球蘸少量双氧水涂擦颅骨表面，清楚暴露前囟点，并用墨水标记。3.以前囟点为0点寻找进针点，其坐标为：AP:1.0mm，L:1.5mm，H:4.5mm，墨水标记。4.用牙科钻将标记点钻开至硬脑膜，用针尖刺破硬脑膜，消毒棉签止血，干燥术野。5.将穿刺导管垂直插入约4.5mm，用95%的酒精涂搽，使颅骨表面干燥。6.将牙托粉粉剂和水剂按比例混合调匀后涂到导管周围，等待牙托粉完全凝固。7.缝合大鼠头皮切口，保证头皮完整，同时更好地固定导管。8.术毕，单笼饲养，青霉素8万单位肌肉注射连续3天。一周后可给大鼠微量泵灌注给药。9.手术固定好大鼠的图片 10.术后大鼠刚苏醒的图片
