1、2022-5-301ChapterChapter 9 9动物实验基本操作技术动物实验基本操作技术2022-5-302实验动物的抓取与固定性别鉴定年龄的大致判断妊娠检查分组与编号本章主要内容本章主要内容常规采血方法给药途径与方法麻醉方法处死方法2022-5-303第一节 实验动物的抓取与固定2022-5-304小鼠固定盒固定2022-5-305大鼠固定盒固定2022-5-306二、豚鼠的抓取固定法2022-5-307三、家兔的抓取固定法2022-5-3082022-5-309第二节 性别鉴定2022-5-3010Female Male 2022-5-3011第三节 年龄的大致判断日龄/d外观形态
2、特征1仔鼠裸体鲜红3耳壳露出表皮4脐带瘢痕脱落5能翻身8能爬行2022-5-3012日龄/d外观形态特征10能听到声音911全身被白毛，门齿长出1315眼皮张开，能跳跃，能抓取东西18以后能自行采食，独立生活2022-5-30132022-5-30142022-5-30152022-5-30162022-5-30172022-5-30182022-5-3019日龄/d体重/g2022-5-3020日龄/d初生 10 20 30 40 体重/g67 1725 3550 5590 100150日龄/d 50 60 70 80体重/g150210 170240 210270 2403202022-5
3、-3021 二、豚鼠 一般老年豚鼠牙齿和趾爪长，被毛稀疏无光泽，眼神呆滞，行动迟缓。而年轻豚鼠牙齿短白，爪短软，眼睛圆亮，行动敏捷，被毛有光泽，且紧贴身体。同样，也可根据体重来推断大致年龄。同日龄豚鼠，雌性体重略高于雄性。与大鼠一样，其体重受多种因素的制约。实验对年龄要求比较严格时，必须由卡片记录提供准确年龄。日龄/d 初生 7 20 30 60 体重/g6080 100120 150200 170220 240300日龄/d 90 120 180体重/g330400 400470 5206002022-5-3022 三、家兔 家兔的门齿和爪随年龄增长而增长，是年龄鉴别的重要标志。青年兔门齿洁
4、白，短小，排列整齐；老年兔门齿暗黄，厚而长，排列不整齐，有时破损。白色家兔趾小基本呈红色，尖端呈白色。1岁家兔红色与白色长度相等；1岁以下，红多于白；1岁以上，白多于红。还可根据趾爪的长度与弯曲度来区别。青年兔趾爪较短，直平，隐在脚毛中，随年龄的增长，趾爪露出于脚毛之外，而且爪尖钩曲。另外，家兔皮薄而紧，眼神明亮，行动活泼的为青年兔；皮厚而松，眼神颓废，行动迟缓的为老年兔。2022-5-3023 五、犬 犬的年龄主要以牙齿的生长情况、磨损程度、外形颜色等情况综合判定。仔犬在出生后十几天即开始生出乳齿，2个月以后开始由门齿犬齿臼齿顺序逐渐更换为恒齿，8l0个月齿换齐。但犬齿需要1岁半以后才能长坚
5、实。饲养场饲养的品种犬，可以根据记录，明确了解年龄，而收购的杂种犬就无法知道确切年龄。实际中，可根据犬齿更换和磨损情况，估计犬的年龄。 2022-5-3024年龄 犬齿更换和磨损情况2个月以下仅有乳齿(白、细、尖)24个月更换门齿46个月更换犬齿(白，牙尖圆钝)610个月更换臼齿1岁牙长齐，洁白光亮。门齿有尖突2岁下门齿尖突部分磨乎3岁上、下门齿尖突大部分磨平45岁上、下门齿开始磨损呈微斜面，并发黄68岁门齿磨成齿根，犬齿发黄、磨损910岁唇部、胡须发白10岁以上门齿磨损，犬齿不齐全，牙根黄，唇边胡须全白2022-5-3025第四节 妊娠检查 雌性动物妊娠后会发生一系列的复杂变化。为了在配种以
6、后能及时掌握雌性动物是否妊娠、妊娠的时间及胎儿和生殖器官的异常情况，采用临床和实验室的方法进行检查，称为妊娠检查，又称妊娠诊断(pregnancy diagnosis)。通过妊娠检查，可以及时地对雌性动物加强护理或再次配种，以保护母体和胎儿的正常发育，避免胎儿早期死亡和流产及减少繁育时间的损失。妊娠检查不但要求准确，且及早确诊更为重要。2022-5-30262022-5-3027第五节 分组与编号 动物实验之前，必须对实验动物进行随机分组和编号标记，这是做好实验和实验记录的前提。 一、随机分组 （一） 当分为二组时 例：设有雄性Wistar大鼠12只，按体重大小依次编为1，2，3，12号，试用
7、完全随机的方法，分为甲、乙两组。 分组方法：假设所产生的点是随机数字表上第21行第31列的78，则从78开始，由上向下抄12个随机数字，如下：2022-5-3028 动物编号： 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 随机数字：78 38 69 57 91 0 37 45 66 82 65 41 组 别：乙 乙 甲 甲 甲 乙 甲 甲 乙 乙 甲 甲 现在以随机数字的奇数代表甲组，偶数代表乙组，则编号为3、4、5、7、8、11、12号分入甲组，而1、2、6、9、10号分人乙组。因两组数字不等，继续用随机方法将甲组多余的一只调整给乙组，从上面最后一随机数字41，接下去抄一个数为62
8、，以7除之(因甲组原分配7只)得6，即把原分配在甲组的第6个甲(即11号大鼠)调入乙组。2022-5-3029 如果甲组多两个，则接下去抄两个数。分别以8，7除之，余数即指要调入乙组的第几个甲，余此类推。最后各组的鼠数就相等了。调整后各组鼠的编号为： 组别 鼠的编号 甲组 3 4 5 7 8 12 乙组 1 2 6 9 10 112022-5-3030 (二)当分为三组时 例：设有雄性的SD大鼠12只，按体重大小依次编为1，2，3，12号，试用完全随机的方法，分为A、B、C三组。 分组方法：假设所定的点是随机数字表第40行17列的08，则从08开始，自左到右抄12个随机数字： 动物编号： 1
9、2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 随机数字：08 27 01 50 15 29 39 39 43 79 69 10 除 3 余数： 2 0 1 2 0 2 0 0 1 1 0 1 组 别： B C A B C B C C A A C A 调整组别：B2022-5-3031 以3除各随机数字，若余数为l，即该鼠归A组；余数为2，归人B组；余数为3，归入C组。结果A组为4只，B组为3只，C组为5只。C组多一只应调入B组。方法同上。仍采用随机方法；从10后面接着抄，为61。除以5，余数为1，则将第一个C，即第2号鼠调入B组。调整后各组鼠的编号如下： 组别 鼠的编号 A组 3 9 10
10、 12 B组 l 2 4 6 C组 5 7 8 11 对于将动物随机分为四组或更多组原理基本一致2022-5-3032 （三） 当每个动物一组时： 例：设有A，B，C，D，E，F代表的6只家兔，试用完全随机法将其每只分为一组。 分组方法：从随机数字表上用铅笔任指一点，若为第21行第17列的33，则从33向左抄用6个数字，然后分别以6，5，4，3，2，l除之。凡除不尽的，即将余数写下。除尽的，写余数时即将其除数写下。如下： 2022-5-3033 随机数字 33 46 9 52 68 7 除 数 6 5 4 3 2 1 余 数 3 1 1 1 2 1 随机排列 C A B D F E 上列第一个
11、随机数字余数为3，意即将6个字母中列在第三位的字母C写在该数下，第二个数宇的余数为1，即在剩下的5个字母列在第一位的A写在该数字下面，余此类推。2022-5-3034 二、编号标记方法 实验动物分组后，为了区分、观察并记录每个个体的反应情况，必须给每只动物进行编号标记。 1体表颜料着色法 一般对短期试验的白色动物可用颜料涂搽被毛的方法标记。常用的涂染化学药品有： 红色：0.5中性红或品红溶液； 黄色：35苦味酸溶液或8090苦味酸酒精饱和液； 咖啡色：2硝酸银溶液； 黑色：煤焦油酒精溶液。2022-5-3035 左 前 腿上部为1，左腰部为2，左后腿为3，头部为4，背部为5，尾基部为6， 右侧
12、从前至后依次为7、8、9。用黄色表示个位数，红色表示十位数。2022-5-3036 2个体耳号标记法 3. 个体断趾标记法 4. 耳号钳标记法 5. 挂牌法2022-5-3037第六节 常规采血方法 一、大、小鼠的采血方法 1颈静脉或颈动脉采血 2股静脉或股动脉采血 3心脏采血 4尾部采血 5眼眶采血 6断头取血2022-5-3038颈静脉或颈动脉采血尾部采血2022-5-3039心脏采血2022-5-3040二、豚鼠的采血方法 1耳缘剪口采血 2心脏采血方法同大、小鼠。 3股动脉采血方法同大、小鼠。 4后肢背中足静脉采血2022-5-3041三、家兔的采血方法 1心脏采血 2耳中央动脉采血
13、3耳静脉采血2022-5-3042 四、狗、猫的采血方法 1后肢外侧跗外静脉、内侧隐静脉、前肢内侧皮下头静脉采血 2股动脉采血 3. 心脏采血同大、小鼠心脏采血 4耳缘静脉采血同兔耳缘静脉采血2022-5-3043 采血方法的选择，决定于实验目的所需血量以及动物种类。凡用血量较少的检验如红、白细胞计数、血红蛋白的测定，血液涂片以及酶活性微量分析法等，可刺破组织取毛细血管的血。当需血量较多时可作静脉采血。静脉采血时，若需反复多次，应自远离心脏端开始，以免发生栓塞而影响整条静脉。而研究毒物对肺功能的影响、血液酸碱平衡、水盐代谢紊乱，需要比较动、静脉血氧分压、二氧化碳分压和血液pH值以及 K+、Na
14、+、Cl-离子浓度，必须采取动脉血液。2022-5-3044采血场所有充足的光线；室温夏季最好保持在2528，冬季，1520为宜；采血用具有采用部位一般需要进行消毒；采血用的注射器和试管必须保持清洁干燥；若需抗凝全血，在注射器或试管内需预先加入抗凝剂。2022-5-3045 部 位动物种类尾静脉大鼠、小鼠耳静脉兔、狗、猫、猪、山羊、绵羊眼底静脉丛兔、大鼠、小鼠 d舌下静脉兔 e腹壁静脉青蛙、蟾蜍 f冠、脚蹼皮下静脉 鸡、鸭、鹅取少量血2022-5-3046 部 位后肢外侧皮下小隐静脉狗、猴、猫前肢内侧皮下头静脉狗、猴、猫耳中央动脉兔颈静脉狗、猫、兔心脏豚鼠、大鼠、小鼠断头大鼠、小鼠翼下静脉鸡、
15、鸭、鸽、鹅颈动脉鸡、鸭、鸽、鹅取中量血2022-5-3047 部 位动物种类股动脉、颈动脉狗、猴、猫、兔心脏狗、猴、猫、兔颈静脉马、牛、山羊、绵羊摘眼球大鼠、小鼠取大量血2022-5-3048动物种类最大安全采血量 (ml)最小致死采血量 (ml)小鼠0.20.3大鼠12豚鼠510兔1040狼狗100500猎狗50200猴15604. 最大安全采血量与最小致死采血量2022-5-3049第七节 给药途径与方法 在动物实验过程中，应根据不同的实验目的、动物种类、药物类型来决定动物的给药途径与方法。动物的给药方法主要分为注射法和投入法两种，不同方法按给药途径又分为很多具体类型。注射法分为：皮下注射
16、、肌肉注射、腹腔注射、脑膜下注射、脑内注射、胸腔内注射、腰椎内注射、静脉注射、关节腔注射和心内注射。投入法可分为：鼻腔内投入、胃腔内投入、肠管内投入、气管内投入和经口腔投入。以下将各种动物的主要给药途径和方法做一介绍。2022-5-3050 （一）皮下注射 注射时以左手拇指和食指提起皮肤，将连有5（1/2）号针头的注射器刺入皮下。皮下注射部位一般狗、猫多在大腿外侧，豚鼠在后大腿的内侧或小腹部；大白鼠可在侧下腹部。兔在背部或耳根部注射。蛙可在脊背部淋巴腔注射。 （二）皮内注射 皮内注射时需将注射的局部脱去被毛，消毒后，用左手拇指和食指按住皮肤并使之绷紧，在两指之间，用结核菌素注射器连4(1/2)
17、细针头，紧贴皮肤表层刺入皮内，然后再向上挑起并再稍刺入，即可注射药液，此时可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。2022-5-3051 （四）腹腔注射 用大、小白鼠做实验时，以左手抓住动物，使腹部向上，右手将注射针头于左（或右）下腹部刺入皮下，使针头向前推 0.51.0cm，再以45度角穿过腹肌，固定针头，缓缓注入药液，为避免伤及内脏，可使动物处于头低位，使内脏移向上腹。若实验动物为家兔，进针部位为下腹部的腹白线离开1cm处。2022-5-3052 （五）静脉注射 1兔：兔耳部血管分布清晰。兔耳中央为动脉，耳外缘为静脉。内缘静脉深不易固定，故不用。外缘静脉表浅易固定，常用。先拔去注射部位的被毛，用手指
18、弹动或轻揉兔耳，使静脉充盈，左手食指和中指夹住静脉的近端，拇指绷紧静脉的远端，无名指及小指垫在下面，右手持注射器连6号针头尽量从静脉的远端刺入，移动拇指于针头上以固定针头，放开食指和中指，将药液注入，然后拔出针头，用手压迫针眼片刻。2022-5-3053 2小白鼠和大白鼠 一般采用尾静脉注射，操作时先将动物固定在鼠筒内或扣在烧杯中，使尾巴露出，尾部用4550的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，用中指从下面托起尾巴，以无名指和小指夹住尾巴的末梢，右手持注射器连4(1/2)号细针头，使针头与静脉平行（小于30），从尾下四分之一处（约
19、距尾尖23厘米）处进针，此处皮薄易于刺入，先缓注少量药液，如无阻力，表示针头已进入静脉，可继续注入。注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血。如需反复注射，应尽可能从末端开始，以后向尾根部方向移动注射。 2022-5-3054 3狗 狗静脉注射多选前肢内侧皮下头静脉或后肢小隐静脉注射。注射前由助手将动物侧卧，剪去注射部位的被毛，用胶皮带扎紧（或用手抓紧）静脉近端，使血管充盈，从静脉的远端将注射针头平行刺入血管，待有回血后，松开绑带（或两手），缓缓注入药液。 2022-5-3055注射途径小鼠大鼠豚鼠兔狗腹腔0.21.0 1325510515肌肉0.10.2 0.20.5 0.20.5 0.5125静
20、脉0.20.5 1215310515皮下0.10.5 0.510.5213310几种动物不同给药途径的常用注射量（毫升） 2022-5-3056 （六）经口给药多用灌胃法，此法剂量准确，适用于小白鼠、大白鼠、家兔等动物。 1小鼠、大鼠（或豚鼠） 灌胃时将灌胃针按在注射器上，吸入药液。左手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物固定，右手持注射器，将灌胃针插入动物口中，沿咽后壁徐徐插入食道。动物应固定成垂直体位，针插入时应无阻力。若感到阻力或动物挣扎时，应立即停止进针或将针拔出，以兔损伤或穿破食道以及误入气管。一般当灌胃针插入小鼠34cm，大鼠或豚鼠46cm后可将药物注入。常用的灌胃量小鼠为0.2 1ml，大
21、鼠14ml，豚鼠为15ml。2022-5-3057 2狗、兔、猫、猴 灌胃时，先将动物固定，再将特制的扩口器放入动物口中，扩口器之宽度可视动物口腔大小而定，如狗的扩口器可用木料制成长方形，长约10 15cm，粗细应适合狗嘴，约23cm，中间粘一小孔，孔的直途为510cm。灌胃时将扩口器放于上述动物上下门牙之后，并用绳将它固定于嘴部，将带有弹性的橡皮导管（如导尿管），经扩口器上的小圆孔插入，沿咽后壁而进入食道，此时应检查导管是否正确插入食道，可将导管外口置于一盛水的烧杯中，如不发生气泡，即认为此导管是在食道中，未误入气管，即可将药液灌入。 2022-5-3058 给狗、兔灌胃时，可不用扩口器：狗
22、灌胃时，用12号灌胃管，左手抓住狗嘴，右手中指由右嘴角插入，摸到最后一对臼齿后的天然空隙，胃管由此空隙顺食管方向不断插入约20cm，可达胃内，将胃管另一端插入水中，如不出气泡，表示确已进入胃，而没误入气管内，即可灌入。兔灌胃时，将兔固定在木制固定盒内左手虎口卡住并固定好兔嘴，右手取14号细导管，由右侧唇裂避开门齿，将导管慢慢插入，如插管顺利，动物不挣扎，插入约15cm时，即表示插入胃内，将药液注入。各种动物一次灌胃能耐受的最大容积小鼠为0.51.0ml，大鼠47ml，豚鼠为47ml，家兔为80150ml，狗为200500ml。2022-5-3059 （七）其它途径给药 1呼吸道给药呈粉尘、气体
23、及蒸气或雾等症状存在药物或毒气，均需要通过动物呼吸道给药。如一般实验时给动物乙醚作吸入麻醉，给动物吸一定量的氨气、二氧化碳等观察呼吸、循环等变化；给动物定期吸入一定量的SO2。锯末烟雾等可造成慢性气管炎动物模型等；特别在毒物学实验中应用更为广泛。 2皮肤给药为了鉴定药物或毒物经皮肤的吸收作用、局部作用、致敏作用和光感作用等，均需采用经皮肤给药方法。如家兔和豚鼠常采用背部一定面积的皮肤脱毛后，将一定药液涂在皮肤上，药液经皮肤吸收。2022-5-3060 3脊髓腔内给药此法主要用于椎管麻醉或抽取脑脊液。 家兔椎管内注射方法：将家兔作自然俯卧式，尽量使其尾向腹侧屈曲，用粗剪将第七腰椎周围背毛剪去，用
24、3%碘酊消毒，干后再用79%酒精将碘酒擦去。在兔背部髌骨脊连线之中点稍下方摸动第七腰椎间隙（第七腰椎与第一骶骨椎之间），插入腰椎穿刺针头。当针到达椎管内时（珠网膜下腔），可见到兔的后肢跳动，即证明穿刺针头已进入椎管。这时不要再向下刺，以兔损伤脊髓。固定好针头，即可将药物注入。2022-5-3061 4小脑延髓池给药此种给药都是在动物麻醉情况下进行的。而且常采用大动物如狗等，小动物很少采用。将狗麻醉后，使狗头尽量向胸部屈曲，用左手摸到其第一颈椎上方的凹陷（枕骨大孔），固定位置，右手取7号钝针头（将针头尖端麻钝），由此凹陷的正中线上，顺平行狗的方向，小心地刺入小脑延髓池。当针头正确刺入小脑延髓池时
25、，注射者会感到针头再向前穿时无阻力，同时可以听到很轻的“咔嚓”一声，即表示针头已穿过硬脑膜进入小脑延髓池，而且可抽出清亮的脑脊液，注射药物前，先抽出一些脑脊液，抽取量根据实验需要注入多少药液决定，即注入多少抽取多少，以保持原来脑脊髓腔里的压力。2022-5-3062 5脑内给药此法常用于微生物学动物实验，将病原体等接种于被检动物脑内，然后观察接种后的各种变化。小鼠脑内给药时，选套有塑料管、针尖露出2mm深的5(1/2)针头，由鼠正中额部刺入脑内，注入药物或接种物。给豚鼠、兔、狗等进行脑内注射时，须先用穿颅钢针穿透颅骨，再用注射器针头刺入脑部，再徐徐注入被检物。注射速度一定要慢，避免引起颅内压急
26、骤升高。2022-5-3063 6直肠内给药此种给药方法常用于动物麻醉。家兔直肠内给药时，取灌肠用的胶皮管或用14号导尿管代替。在胶皮管或导尿管头上涂上凡士林，由助手使兔蹲卧于桌上，以左臂及左腋轻轻按住兔头及前肢，以左手拉住兔尾，露出肛门，并用右手轻握后肢，实验者将橡皮管插入家兔肛门内，浓度约79cm，如为雌性动物，注意勿误插入阴道（肛门紧接尾根）。橡皮管插好后，将注射器与橡皮管套紧，即可灌注药液。2022-5-3064 7关节腔内给药此种方法常用于关节炎的动物模型复制。兔给药时，将兔仰卧固定于兔固定台上，剪去关节部被毛，用碘酒或酒精消毒，然后用手从下方和两旁将关节固定，把皮肤稍移向一侧，在膑
27、韧带附着点处上方约0.5厘米处进针。针头从上前方向下后方倾斜刺进，直至针头遇阻力变小，然后针头稍后退，以垂直方向推到关节腔中。针头进入关节腔时，通常可有好象刺破薄膜的感觉，表示针头已进入膝关节腔内，即可注入药液。 2022-5-3065第八节 麻醉方法 麻醉(anesthesia)的基本任务是消除实验过程中所至的疼痛和不适感觉，保障实验动物的安全，使动物在实验中服从操作，确保实验顺利进行。 一、常用的麻醉剂 动物实验中常用的麻醉剂分为三类，即挥发性麻醉剂、非挥发 性 麻 醉 剂 和 中 药 麻 醉 剂 。2022-5-3066 1挥发性麻醉剂 包括乙醚、氯仿等，乙醚吸入麻醉适用于各种动物，其麻
28、醉量和致死量差距大，所以安全度亦大，动物麻醉深度容易掌握，而且麻后苏醒较快。其缺点是对局部刺激作用大，可引起上呼吸道粘膜液体分泌增多，再通过神经反射可影响呼吸、血压和心跳活动，并且容易引起窒息，故在乙醚吸入麻醉时必需有人照看，以防麻醉过深而出现以上情况。2022-5-3067 2非挥发性麻醉剂 这类麻醉剂种类较多，包括苯巴比妥钠、戊巴比妥钠、硫喷妥钠等巴比妥类的衍生物，氨基甲酸乙脂和水合氯醛。这些麻醉剂使用方便，一次给药可维持较长的麻醉时间，麻醉过程较平衡，动物无明显挣扎现象。但缺点是苏醒较慢。 3中药麻醉剂 动物实验时有时也用到象洋金花和氢溴酸东莨菪碱等中药麻醉剂，但由于其作用不够稳定，而且
29、常需加佐剂麻醉效果才能理想，故在使用过程中不能得到普及，因而，多数实验室不选用这类麻醉剂进行麻醉。2022-5-3068 二、动物的麻醉方法 1全身麻醉 （1）吸入法 用一块圆玻璃板和一个钟罩或一个密闭的玻璃箱作为挥发性麻醉剂的容器，多选用乙醚作麻药。麻醉时用几个棉球，将乙醚倒入其中，迅速转入钟罩或箱内，让其挥发，然后把待麻醉动物投入，约隔46分钟即可麻醉，麻醉后应立即取出，并准备一个蘸有乙醚的棉球小烧杯，在动物麻醚变浅时给套在鼻上使其补吸麻药。本法最适于大、小鼠的短期操作性实验的麻醉，也可用于较大的动物。由于乙醚燃点很低，遇火极易燃烧，所以在使用时，一定要远离火源。2022-5-3069 （
30、2）腹腔和静脉给药麻醉法 非挥发性和中药麻醉剂均可用作腹腔和静脉注射麻醉，操作简便，是实验室最常采用的方法之一。腹腔给药麻醉多用于大小鼠和豚鼠，较大的动物如兔、狗等则多用静脉给药进行麻醉。由于各麻醉剂的作用长短以及毒性的差别。所以在腹腔和静脉麻醉时，一定要控制药物的浓度和注射量 。2022-5-3070 2局部麻醉 猫的局部麻醉一般应用0.51.0%盐酸普鲁卡因注射。粘膜表面麻醉宜用2%盐酸可卡因。 兔在眼球手术时，可于结膜囊滴入0.02%盐酸可卡因溶液，数秒钟即可出现麻醉。 狗的局部麻醉用0.51%盐酸普鲁卡因注射。眼鼻、咽喉表面麻醉可用2%盐酸可卡因。2022-5-3071 3. 麻醉效果
31、的观察 动物的麻醉效果直接影响实验的进行和实验结果。如果麻醉过浅，动物会因疼痛而挣扎，甚至出现兴奋状态，呼吸心跳不规则，影响观察。麻醉过深，可使机体的反应性降低，甚至消失，更为严重的是抑制延髓的心血管活动中枢和呼吸中枢，使呼吸、心跳停止，导致动物死亡。因此，在麻醉过程中必须善于判断麻醉程度，观察麻醉效果。判断麻醉程度的指标有：2022-5-3072 呼吸：加快或不规则，则麻醉过浅，可再追加麻醉，若呼吸由不规则转变为规则且平稳，说明已达到麻醉深度。若动物呼吸变慢，且以腹式呼吸为主，说明麻醉过深，动物有生命危险。 反射活动：角膜反射灵敏，则麻醉过浅；反射迟钝，麻醉程度适宜；反射消失，伴瞳孔散大，则
32、麻醉过深。 肌张力：亢进，麻醉过浅；全身肌肉松弛，麻醉合适。 皮肤夹捏反应：麻醉过程中可随时用止血钳或有齿镊夹捏动物皮肤，若反应灵敏，则麻醉过浅；若反应消失，则麻醉程度合适。2022-5-3073 4麻醉注意事项 静脉注射必须缓慢，同时观察肌肉紧张性、角膜反射和对皮肤夹捏的反应，当这些活动明显减弱或消失时，立即停止注射。配制的药液浓度要适中，不可过高，以兔麻醉过急；但也不能过低，以减少注入溶液的体积。 2022-5-3074 麻醉时需注意保温。麻醉期间，动物的体温调节机能往往受到抑制，出现体温下降，可影响实验的准确性。此时常需采取保温措施。保温的方法有，实验桌内装灯，电褥，台灯照射等。无论用哪
33、种方法加温都应根据动物的肛门体温而定。常用实验动物 正 常 体 温 ： 猫 为 3 8 . 6 1 . 0 ， 兔 为38.41.0，大鼠为39.30.5。 作慢性实验时，在寒冷冬季，麻醉剂在注射前应加热至动物体温水平。2022-5-3075第九节 处死方法 当实验中途停止或结束时，实验者应站在实验动物的立场上以人道的原则去处置动物，原则上不给实验动物任何恐怖和痛苦，也就是要施行安乐死。安乐死是指实验动物在没有痛苦感觉的情况下死去。实验动物安乐死方法的选择取决于动物的种类与研究的课题。2022-5-3076 一、蛙 类 常用金属探针插入枕骨大孔，破坏脑脊髓的方法处死。将蛙用湿布包住，露出头部，
34、左手执蛙，并用食指按压其头部前端，拇指按压背部，使头前俯；右手持探针由凹陷处垂直刺入，刺破皮肤即入枕骨大孔。这时将探针尖端转向头方，向前深入颅腔，然后向各方搅动，以捣毁脑组织。再把探针由枕骨大孔刺入并转向尾方，刺入椎管，以破坏脊髓。脑和脊髓是否完全破坏，可检查动物四肢肌肉的紧张性是否完全消失。拔出探针后，用一小干棉球将针孔堵住，以防止出血。操作过程中要防止毒腺分泌物射入实验者眼内。如被射入时，则需立即用生理盐水冲洗眼睛。 2022-5-3077 二、大鼠和小鼠 1. 颈椎脱臼法：右手抓住鼠尾用力向后拉，同时左手拇指与食指用力向下按住鼠头。将脊髓与脑髓拉断，鼠便立即死亡。 2. 断头法：用剪刀在
35、鼠颈部将鼠头剪掉，鼠立即死亡。 3. 击打法：右手抓住鼠尾提起，用力摔击其头部，鼠痉挛后立即死去。或用木锤用力击打鼠头部也可致死。 4. 急性大出血法：可采用鼠眼眶动脉和静脉急性大量失血方法使鼠立即死亡。 5. 药物致死法：吸入一定量的一氧化碳、乙醚、氯仿等均可使动物致死。 2022-5-3078 三、狗、兔、豚鼠 1. 空气栓塞法： 向动物静脉内注入一定量的空气，使之发生栓塞而死。当空气注入静脉后，可在右心随着心脏的跳动使空气与血液成泡沫状，随血液循环到全身。如进到肺动脉，可阻塞其分支，进入心脏冠状动脉，造成冠状动脉阻塞，发生严重的血液循环障碍，动物很快致死。一般兔、猫等静脉内注入2040m
36、l空气即可致死。每条狗由前肢或后肢皮下静脉注入80150ml空气，可很快致死。2022-5-3079 2. 急性失血法 先使动物轻度麻醉，如狗可按每公斤体重静脉注射硫喷妥纳2030mg，动物即很快入睡。暴露股三角区，用锋利的杀狗刀在股三角区作一个约10cm的横切口，把股动、静脉全切断，立即喷出血液。用一块湿纱布不断擦去股动脉切周围处的血液和血凝块，同时不断的用自来水冲洗流血，使股动脉切口处保持畅通，动物35分钟内即可致死。采用此种方法，动物十分安静，对脏器无损伤，对活杀采集病理切片标本是一种较好的方法。2022-5-3080 3. 破坏延脑法 如果急性实验后，脑已暴露，可用器具将延髓破坏，导致
37、动物死亡。对家兔也可用木锤用力锤击其后脑部，损坏延脑，造成死亡。 4. 开放性气胸法 将动物开胸，造成开放性气胸。这时胸膜腔的压力与大气压力相等，肺脏因受大气压缩发生肺萎陷，纵隔摆动，动物窒息而死。 2022-5-3081 5. 化学药物致死法 静脉内注入一定量的氯化钾溶液，使动物心肌失去收缩能力，心脏急性扩张，致心脏驰缓性停跳而死亡。每条成年兔由兔耳缘静脉注入10氯化钾溶液510ml；每条成年狗由狗前肢或后肢下静脉注入2030ml。即可致死。 静脉内注入一定量的福尔马林溶液，使血液内蛋白凝固，动物由于全身血液循环严重障碍和缺氧而死。每条成年狗静脉注入10%福尔马林溶液20ml即可致死。也可将
38、福尔马林与酒精按一定比例配成动物致死液应用。2022-5-3082急 救 措 施 动物实验过程中，可因麻醉药过量、出血过多、分泌物或血块堵塞气管造成窒息以及某种药物原因引起动物血压、呼吸不规则等现象，此时应立即进行急救处理措施。 急救处理措施首先要迅速排查原因，并中断诱因（如止血、停药、排除分泌物等），然后对症实施急救措施。2022-5-3083 一、呼吸、心跳（血压）的改变 动物实验过程中，需密切观察实验动物的呼吸、心跳及血压的变化，一者它们是实验反应的数据指标，二者是实验动物状态的主要指征。尤其对呼吸的观察，因为动物的死亡首先是呼吸的停止。 （一）诱发原因 1麻醉给药速度过快或过量：实施静
39、脉给药麻醉，可因给药速度过快或过量导致呼吸停止。因此，为防止麻醉剂过量，注射速度一定不要过快，严密观察动物状况，若需追加麻醉剂，一次不宜超过总量的1/5。2022-5-3084 2气道不畅或堵塞：常见于麻醉后，因为气管分泌物增多或气管切口的出血凝块堵塞气管，动物呼吸不规则、呼吸困难甚至引起的窒息。 3大失血：如因大动脉插管的松脱所造成的大失血。 4实验药物的作用：如静脉注射乙酰胆碱过量或动物对其反应过强，引起心搏减弱减慢，继而出现呼吸、心跳的停止。2022-5-3085 （二）急救措施 1迅速排查、中断、排除诱因。如应用棉签清除干净气管、气管插管内的分泌物及血凝块。必要时拔出气管插管冲洗后再行
40、气管插管术。 2根据下列不同情况采取相应的急救措施： （1）呼吸极慢、不规则，但心跳正常时：给予人工呼吸-压胸法，适当给予苏醒剂。 （2）呼吸停止仍有心跳时：实施人工呼吸，必要时可使用人工呼吸机或吸氧（吸入气中O2占95%，CO2占5）；注射50葡萄糖液510ml；给肾上腺素及苏醒剂。 （3）呼吸、心跳均停止时：用l：10000肾上腺素溶液心内注射，其余同（2）。2022-5-3086 二、大失血 （一）诱发原因 多因动脉插管结扎不牢、动物挣扎，导致大动脉插管的松脱，或在进行动脉插管术时，因未放置动脉夹或动脉夹夹闭不全而剪切动脉引起。 （二）急救措施 1立即止血：应迅速手指压迫或捏住出血处（尽量不要用止血钳，以防损伤动脉和神经），然后仔细检查分离出血点，于近心端放置动脉夹，再行动脉插管术。 2补充血容量：若失血太多，适当加快输液(生理盐水)速度，增加血容量。 3注射强心剂：静脉注射110000肾上腺素0.5ml。
